Metoder för att generera och utvärdera zebrafiskmodeller av mänskliga njursjukdomar del 2

Histologisk analys

Mutanterna kanske inte alltid visar tillräckligt informativa morfologiska förändringar. Histologisk analys av dessa embryon eller organ hos de vuxna kan vara nödvändig för att bestämma skillnaden mellan mutant- och vildtypsdjuren. Histologiska analysmetoder för både larver och vuxna zebrafiskar är väl etablerade och kan utföras på ett sätt med hög genomströmning (Sabaliauskas et al., 2006). Zebrafiskembryon eller vuxen vävnad kan bäddas in i paraffin eller JB-4-harts följt av mikrotomsnitt för att studera vävnadsarkitektur (Sullivan-Brown et al., 2011; Copper et al., 2018). Kryosektionering kan också utföras med embryon från zebrafisk (Ferguson och Shive, 2019). Dessa vävnadssnitt används sedan för immunfluorescensfärgning, immunhistokemiska studier eller H&E-färgning. H&E-färgning av vuxna njursektioner visade att den apikala sidan av den proximala tubuli var färgad mörkrosa och hade en bred lumen, medan den distala tubuli hade en ljusrosa fläck med en smal lumen, vilket tydligt markerade det differentiella färgningsmönstret mellan segmenten ( McCampbell et al., 2015). Den periodiska syra-Schiff (PAS) färgningstekniken som detekterar polysackarider i vävnader har en affinitet för borstepitel i den proximala tubuli (McCampbell et al., 2015; McKee och Wingert, 2015). Metenaminsilver färgar basalmembranen och kan användas för nefriska tubuli och glomeruli basalmembranfärgning (McCampbell et al., 2015). En AKI-modell av zebrafisk genom gentamicinförolämpning visade tillplattad epitel, förlust av apikala borstkant, tubulär utvidgning och ackumulering av skräp i lumen, vilket belyser användbarheten av histologi vid analys av zebrafisksjukdomsmodeller (Cianciolo Cosentino et al., 2013) .

Under de senaste åren har forskning kring användningen av stamceller och ett kinesiskt örtläkemedel för behandling av njursjukdomar fått stor uppmärksamhet. Huvudmekanismen för de två terapierna är att främja reparationen av skadade njurvävnader och skyddaåterstående njurfunktioner.

Det kinesiska örtläkemedlet, Cistanche, har använts i traditionell kinesisk medicin för att behandla olikakroniska njursjukdomarsedan urminnes tider. Det rapporteras att cistanche har potential att minska inflammation,minska njurfibrosoch främja syntesen av extracellulära matriskomponenter. Det har avslöjats att dessa effekter beror på dess bioaktiva komponenter, inklusive många fenoliska ämnen, triterpenoider och kumariner.

Å andra sidan har stamcellsteknologin orsakat en revolution inom medicinsk praxis. Forskning har visat att stamceller kan differentiera till olika typer av njurceller och utföra terapeutiska aktiviteter, inklusive att skydda kvarvarande funktionella njurvävnader, sakta ner vävnadsfibros och reparera skadadenjurvävnader.

Klicka på Hur man tar Cistanche

För mer information:

david.deng@wecistanche.com WhatApp:86 13632399501

I slutändan kan kombinationen av traditionell kinesisk medicin med modern vetenskap vara nyckeln till att behandla olikanjursjukdomar. Denna strategi har gradvis accepterats av det medicinska samfundet och studier har redan visat att den kombinerade behandlingen avcistancheoch stamcellsbehandling kan avsevärt minska dödligheten av njursjukdomar.

Sammanfattningsvis, användningen avcistancheoch stamcellsbehandling vid behandling av njursjukdomar visar stor potential och kräver ytterligare forskning. Den kombinerade behandlingen av de två behandlingarna skulle kunna ge ett förbättrat behandlingsalternativ för dem som lider av njursjukdomar.

Identifiering av pronefros segmenteringsdefekter

Pronefros är mönstrat i olika segment som utför distinkta funktioner. Mekanismen bakom denna segmentering är inte klart förstådd, även om många transkriptionsfaktorer har identifierats som regulatorer av segmentering. Skillnaderna i segmentmönstret kan lätt identifieras genom WISH-analys med riboprober som specifikt markerar olika segment av pronefros. Den exakta positionen för pronefrossegmenten kan markeras genom att implementera dubbel in situ hybridisering av segmentspecifika markörer och en antisens riboprob som markerar somiten (såsom smyhc1 och xirp2a). De vanligaste segmentspecifika markörerna är slc20a1a för PCT, trpm7 för PST, slc12a1 för DE, stc1 för CS och slc12a3 för DL (Fig. 2). Mutationer i humant HNF1b är kopplade till njurabnormaliteter som njurdysplasi, glomerulocystisk njure, oligomeganephronia och solitärt fungerande njure (Lindner, 1999; Bingham et al., 2002; Bohn et al., 2003). Naylor et al., (2013) analyserade pronefrossegmentering av WISH i hnf1b knock-out zebrafiskembryon med användning av segmentspecifika markörgener och fann att proximala och distala tubulimarkörer saknades i mutanterna. Med hjälp av liknande experiment fann man att transkriptionsfaktortomma spiracles homeobox gen 1 (emx1) främjar distalt sent öde och hämmar distalt tidigt öde under nefrogenes (Morales et al., 2018). Wingert et al., (2007) genomförde en WISH-analys av RA- och DEAB-behandlade embryon och fann att DEAB-behandling resulterade i en förlust av de proximala segmenten och en expansion av de distala segmenten, medan exogen RA-behandling vände denna fenotyp. De etablerade också en koppling mellan den kaudala transkriptionsfaktorn (cdx) och RA vid reglering av nefronposition och segmentering (Wingert et al., 2007). Vi har visat att EF-handdomänen som innehåller 2 (efhc2) knockdown resulterar i expansion av distala tidiga segment och minskning av CS och distala sena segment. Uttrycket av odf3, som markerar multi-cilierade celler av pronefriska tubuli, reducerades också hos efhc2-morfanter (Barrodia et al., 2018).

Pronephric cilia färgning och avbildning

Cilia är mikrotubuli-baserade organeller som antingen är rörliga eller icke-rörliga. Mänskliga störningar orsakade på grund av defekter i flimmerhårens struktur och funktion kallas ciliopatier. Defekter i flimmerhår som finns i pronefros från zebrafisk leder ofta till krullning av kroppen, cystorbildning och tubulividgning (Sullivan-Brown et al., 2008). Multicilierade celler som finns i zebrafiskpronefros kan visualiseras genom WISH eller fluorescens in situ hybridisering (FISH) med antisense odf3b eller rfx2 riboprober (Liu et al., 2007; Barrodia et al., 2018). Cilia i zebrafiskembryon kan färgas med a-acetylerat tubulin och g-tubulin kan användas för att markera basalkropparna (Jaffe et al., 2010; Zaghloul och Katsanis 2011). Rörelsen av rörliga cilier kan registreras med hjälp av ett mikroskop med en höghastighetskamera genom att använda transgena zebrafiskar som Tg (Foxj1a: GFP) (Tavares et al., 2017). En kombinerad teknik för FISH och immunfluorescensanalys utvecklades för att markera multicilierade celler, cilier och basala kroppar (Marra et al., 2017). Olika zebrafiskmutanter med cilia-defekter som Locke, swt och curly undersöktes i detalj och det visade sig att de visade en rad rörelsedefekter i cilia (Sullivan-Brown et al., 2008). Den ciliära rörelsen reducerades hos Locke mutant och cilia var orörliga i swt, medan cilia rörelser i lockigt varierade från orörliga till oregelbundna skift. Immunfärgning med a-acetylerat tubulin visade att längden på cilia var normal i swt och lockigt medan locke visade kortare cilia (Sullivan-Brown et al., 2008). De metoder som beskrivs här har använts i stor utsträckning för att identifiera flimmerhårdefekter i njursjukdomar som involverar flimmerhår.

Utvärdering av glomerulus funktion

Njurens huvudsakliga funktion är att filtrera blod och ta bort avfall och överflödig vätska från kroppen samtidigt som man förhindrar förlust av makromolekyler i urinen. Glomerulus kan filtrera bort molekyler på 5 kDa men tillåter inte utsöndring av större molekyler såsom serumalbumin (Chang et al., 1976). Diagnostiska metoder som vanligtvis används för att utvärdera njurdysfunktion hos människor kan inte tillämpas på zebrafisk på grund av deras ringa storlek. Fluorescerande färgämnen med olika molekylvikter som efterliknar de molekyler som vanligen möts av den mänskliga njuren kan dock injiceras i zebrafisk, och bedömningen av deras clearance eller retention kan användas som ett surrogat för att bestämma njurfunktionen (Christou-Savina et al., 2015) ). Det har bevisats att injektionen av 10 kDa fluorescerande dextran i perikardhålan hos zebrafiskembryon resulterar i en förlust av cirka 85 procent av färgämnet genom utsöndring från njuren inom 24 timmar efter injektion (HPI) (Christou-Savina et al. , 2015). Färgämnen med högre molekylvikt såsom 70 kDa eller högre behöver injektion i kärlsystemet och hålls kvar i vildtyps-embryon. Emellertid kunde 70 kDa dextran detekteras i den proximala tubulusväggen när det injicerades i kärlsystemet hos mutant zebrafisk från cystinos (ctn), vilket indikerar att integriteten hos glomerulus-filterslitsar äventyras i cent-/- larver (Elmonem et al., 2017) . Kramer-Zucker et al., (2005) injicerade 500 kDa FITC-dextran i kardinalvenen hos 84 hpf vildtyp och nephrin och podocin morphant zebrafisk embryon, och upptäckte färgämnet i pronephros som indikerar dysfunktion hos mornephrons i dessa mornephrons.

Utvärdering av reabsorption av metaboliter

Transmembran endocytisk receptor megalin/LRP2, dess adapter inaktiverad2 (dab2), och coreceptor Dublin spelar en central roll i den endocytosmedierade clearance av metaboliter från glomerulfiltratet (Anzenberger, 2006). Injektionen av 70 kDa fluorescensmärkt dextran eller fluorescenskonjugerat receptorassocierat protein (RAP), ett protein som fysiskt associeras med megalin/LRP2 i blodomloppet hos zebrafiskembryon, leder till upptag av dessa molekyler för återabsorption. Detta fungerar som en bekväm metod för att utvärdera metabolitens reabsorptionsfunktion i njuren. I överensstämmelse med deras centrala roll i återabsorptionen av metaboliter leder nedbrytningen av antingen megalin/LRP2 eller dab2 till ett fullständigt misslyckande av receptormedierat endocytiskt upptag av spårämnen hos morfanter (Anzenberger, 2006).

Bedömning av tubulividgning

Den pronefriska tubuli är kantad av ett enda lager av polariserade epitelceller. Morfologin hos pronephric tubuli och dess pat som förvandlas till distinkta segment kontrolleras av proliferationen av differentierade epitelceller nära den distala änden och deras migration mot glomerulus. Dessa händelser styrs i sin tur av vätskan som strömmar i pronefros, vilket ger en korrelation mellan organmorfologi och funktion (Vasilyev et al., 2009). Cellerna i den proximala änden är invecklade och mer kolumnära, medan cellerna i den distala änden är kubiska (Vasilyev et al., 2009). En minskning av glomerulär filtrationshastighet, obstruktion i tubuli eller defekter i ciliautveckling och motilitet hämmar denna kollektiva cellmigration från den bakre till den främre riktningen. Emellertid fortsätter celler i den distala änden att föröka sig, vilket orsakar utvidgningen av pronefriska tubuli (Naylor och Davidson, 2017). Tubulividgning kan bedömas antingen genom att direkt observera hela embryon under ett mikroskop eller genom histologisk analys. DIC-optik kan användas för att avbilda och beräkna diametern på pronephric tubuli av zebrafisk embryon. Sullivan-Brown et al., (2008) jämförde tubulidilatationen hos vildtyps- och lockiga mutanter med defekter i cilia och fann att i vildtypen hade mediatubuli en större diameter jämfört med bakre tubuli och att diametern av mediala tubuli minskade med tiden. I lockiga mutanter var diametern på de mediala och bakre tubuli liknande den vildtypen vid 26-30 hpf, men en konstant ökning av mediala tubulidiameter observerades i dessa mutanter vid 48 hpf och framåt. Det observerades vidare att antalet celler som omger den mediala tubuli också ökade i muterade embryon (Sullivan-Brown et al., 2008). Mutationer i den mänskliga genen MNX1 (motorneuron och pankreas homeobox 1) orsakar Currarinos syndrom, en sällsynt medfödd sjukdom som kännetecknas av sakral agenesis och urogenitala och renala abnormiteter såsom hästskonjure, enkelnjure, hydronefros och anorektal stenos (Currarino et al. 1981; Lee et al., 2018; Dworschak et al., 2021). Ott et al., (2016) genererade mnx2b-morfanter i en Tg(-8cldnb.1:lynEGFP)zf106-bakgrund för att avbilda epitelceller vid utveckling av pronefros och fann att morfanterna visade förstorade proximala tubulidiametrar jämfört med vilda -typ kontroller vid 4 pdf. Ytterligare analys avslöjade att dessa morfanter hade förändrade njurfunktioner, oorganiserade pronefriska cilier och deformerade apikala mikrovilli (Ott et al., 2016). En sådan analys med hjälp av zebrafisk skulle utan tvekan hjälpa oss att förstå den underliggande mekanismen för mänskliga sjukdomar.

Bedömning av epitelcellers polaritet

Epitelcellernas polaritet i pronephric tubuli upprätthålls av proteinkomplex som segregerar cellmembranet i apikala och basolaterala domäner och organiserar membransubdomäner för specifika funktioner som sekretion, filtrering, absorption och sensorisk stimulering (Pieczynski och Margolis, 2011). Dislokationen av flera receptorer, transportörer och kanaler har identifierats vid många sjukdomstillstånd som Na plus K plus -ATPas, Na plus K plus 2Cl− samtransportör och EGFR i PKD och H plus -ATPas vid Dents sjukdom (Wilson, 2011) . Polariteten hos epitelceller kan kontrolleras genom immunfluorescensfärgning av hela embryon med hjälp av en antikropp mot Na plus /K plus -ATPas, tight junction markör ZO-1 eller alkaliskt fosfatas (AP) för att identifiera defekterna i polariseringen av tubuli epitel i mutanter jämfört med vildtyp embryon. Na plus /K plus -ATPas är ett av de vanligaste proteinerna i tubulära epitelceller som upprätthåller natrium-kalium homeostas och reglerar funktionerna hos andra transportörer som finns i epitelceller (Fernández och Malnic, 1998). Det är lokaliserat till det basolaterala plasmamembranet och är viktigt för epitelcellers polarisering och bildandet och upprätthållandet av täta förbindelser (Rajasekaran et al., 2001). ZO-1 och AP används för att markera de apikala ytorna på de pronefriska epitelcellerna. Drummond et al., (1998) analyserade en grupp mutanter med mild till allvarlig defekt i pronefros. De kontrollerade polariteten hos epitelceller i 2,5 pdf-embryon genom immunfluorescensfärgning med anti-Na plus /K plus -ATPas alfa-subenhet monoklonal antikropp (a6F) följt av vävnadssektionering. Denna analys visade att Na plus/K plus -ATPas-lokaliseringen förändrades i de flesta mutantlinjerna jämfört med dess normala basolaterala uttryck. I mutanter med dubbla bubblor (bb) och fler (flr) uttrycktes Na plus/K plus -ATPas i den apikala ytan medan den basolaterala ytan visade minskad färgning. Andra mutanter hade mer lateral färgning, med ofärgade apikala och basolaterala ytor (Drumond et al., 1998).

Njursten upptäckt

Njursten är kristaller av avsatta salter, bland vilka kalciumstenar är de vanligaste (Evan, 2010). Dessa är sammansatta av kalciumoxalat (CaOx) och kalciumfosfat (CaP) i olika förhållanden. Kalciumstenar kan förväntas i zebrafiskmutanter som har förändrad kalciumhomeostas. Vitala färgämnen som Alizarin red (röd fluorescerande) och Calcein (grön fluorescerande) kan användas för att detektera kalciuminnehållande vävnader och njursten i zebrafisklarver. Elizondo et al., (2010) visade att 57 - 97 procent av trpm7 homozygota muterade embryon utvecklade njursten vid 5 dpf, medan endast 0-1,4 procent av vildtypssyskon utvecklade sådana stenar. Avbildning av alizarin rödfärgade trpm7 homozygota mutanta embryon vid olika tidpunkter visade att 2-4 dpf embryon inte hade några stenar, och stenarna observerades vid 5 dpf i lumen och inte i epitelet av pronephric tubuli (Elizondo et al. ., 2010).

Slutsatser och framtidsutsikter

Incidensen av njursjukdomar ökar i en alarmerande takt över hela världen. Det finns ett akut behov av att identifiera orsakerna till dessa sjukdomar och utveckla nya metoder för att diagnostisera och bota dem. Däggdjurets metanephric njure är komplex, vilket gör det svårt att förstå njursjukdomens patologi. Pronephros hos zebrafisklarver är funktionell och har endast två nefroner på vardera sidan av notokordet med en delad glomerulus i den främre delen och en cloaca i den bakre änden. I den här recensionen har vi diskuterat olika metoder som kan användas för att generera zebrafiskmodeller av mänskliga njursjukdomar och hur man analyserar fenotypen av dessa sjukdomsmodeller på morfologiska, cellulära och molekylära nivåer. Noggrann forskning av många grupper har etablerat dessa metoder för generering och analys av sjukdomsmodeller under åren. Dessa ansträngningar har nu fastställt att zebrafiskembryon och vuxna kan användas som mänskliga njursjukdomsmodeller som troget kan rekapitulera olika aspekter av njurdysfunktion som ses hos människor. Dessa ansträngningar har också genererat många användbara verktyg och resurser, inklusive mutanta och transgena linjer. Detta erbjuder en möjlighet att inte bara förstå mekanismer för njursjukdomar med hjälp av zebrafisk utan att använda dem för att upptäcka nya läkemedel för behandling av njursjukdomar. Diabetes är en stor bidragande orsak till njurrelaterade komplikationer hos människor. Zebrafisk erbjuder en möjlighet där diabetesrelaterad njurdysfunktion också kan studeras (Jör gens et al., 2012). Således har zebrafisk en utmärkt grund som sjukdomsmodell och erbjuder en enorm potential för att hitta nya lösningar på mänskliga sjukdomar.

Erkännanden

Vi tackar Tarique Anwar och Supriya Borah för deras diskussioner och kommentarer. SF är mottagare av DBT (DBT/2015/ILS/361) och UR är mottagare av DST-Inspire-stipendiet. Forskning i RKS-laboratoriet stöds av SERB-EMR (EMR/2016/003780) och intramurala medel från ILS, som är ett självständigt institut av DBT, Indiens regering.

Författarbidrag

SF tänkte och skrev det första manuskriptet. FN och RKS diskuterade och modifierade manuskriptet.

Referenser

1. AMSTERDAM A, BURGESS S, GOLLING G, CHEN W, SUN Z, TOWNSEND K, FARRINGTON S, HALDI M, HOPKINS N (1999). En storskalig insättningsmutagenesskärm i zebrafisk. Genes Dev 13: 2713–2724.

2.ANZENBERGER U (2006). Belysande av megalin/LRP2-beroende endocytiska transportprocesser i larvens zebrafisk pronephros. J Cell Sci 119: 2127-2137.

3.BARRODIA P, PATRA C, SWAIN RK (2018). EF-handdomän som innehåller 2 (Efhc2) är avgörande för distal segmentering av pronefros hos zebrafisk. Cell Biosci 8:53.

4.BEGEMANN G, SCHILLING TF, RAUCH GJ, GEISLER R, INGHAM PW (2001). Den halslösa mutationen av zebrafisk avslöjar ett krav på raldh2 i mesodermala signaler som mönstrar bakhjärnan. Utveckling 128: 3081–3094.

5. BIKBOV B, PURCELL CA, LEVEY AS, SMITH M, ABDOLI A, ABEBE M, ADEBAYO OM, AFARIDEH M, AGARWAL SK, AGUDELO-BOTERO M, et al., (2020). Global, regional och nationell börda av kronisk njursjukdom, 1990–2017: en systematisk analys för Global Burden of Disease Study 2017. Lancet 395: 709–733.

6.BILL BR, PETZOLD AM, CLARK KJ, SCHIMMENTI LA, EKKER SC (2009). En primer för morfolinoanvändning i zebrafisk. Zebrafisk 6: 69–77.

7. BINGHAM C, ELLARD S, COLE TRP, JONES KE, ALLEN LIS, GOODSHIP JA, GOODSHIP THJ, BAKALINOVA-PUGH D, RUSSELL GI, WOOLF AS, NICHOLLS AJ, HATTERSLEY AT (2002). Solitärt fungerande njure och olika genitala missbildningar associerade med hepatocytkärnfaktor-1b-mutationer. Kidney Int 61: 1243–1251.

8.BOCH J, BONAS U (2010). Xanthomonas AvrBs3 familjetyp III effektorer: upptäckt och funktion. Annu Rev Phytopathol 48: 419–436.

9.BOHN S, THOMAS H, TURAN G, ELLARD S, BINGHAM C, HATTERSLEY AT, RYFFEL GU (2003). Distinkta molekylära och morfogenetiska egenskaper hos mutationer i den mänskliga HNF1b-genen som leder till defekt njurutveckling. J Am Soc Nephrol 14: 2033–2041.

10.CANTAGREL V, SILHAVY JL, BIELAS SL, SWISTUN D, MARSH SE, BERTRAND JY, AUDOLLENT S, ATTIÉ-BITACH T, HOLDEN KR, DOBYNS WB, et al., (2008). Mutationer i Cilia-genen ARL13B leder till den klassiska formen av Jouberts syndrom. Am J Hum Genet 83: 170–179.

11.CAO Y, SEMANCHIK N, LEE SH, SOMLO S, BARBANO PE, COIFMAN R, SUN Z (2009). Den kemiska modifieringsskärmen identifierar HDAC-hämmare som suppressorer av PKD-modeller. Proc Natl Acad Sci 106: 21819–21824.

12. CARNEY EF (2020). Inverkan av kronisk njursjukdom på global hälsa. Nat Rev Nephrol 16: 251–251.

13. CHAMBERS BE, WINGERT RA (2016). Njurfader: Roller i njursjukdom och regenerering. World J Stem Cells 8: 367–375.

14. CHANG RLS, DEEN WM, ROBERTSON CR, BENNETT CM, GLASSOCK RJ, BRENNER BM, TROY JL, UEKI IF, RASMUSSEN B (1976). Permselektivitet hos den glomerulära kapillärväggen. Studier av experimentell glomerulonefrit hos råtta med neutral dextran. J Clin Invest 57: 1272–1286.

15. CHRISTOU-SAVINA S, BEALES PL, OSBORN DPS (2015). Utvärdering av Zebrafisks njurfunktion med hjälp av en fluorescerande clearance-analys. J Vis Exp 96: e52540.

16.CIANCIOLO COSENTINO C, ROMAN BL, DRUMMOND IA, HUKRIEDE NA (2010). Intravenösa mikroinjektioner av zebrafisklarver för att studera akut njurskada. J Vis Exp 42: e2079.

17.CIANCIOLO COSENTINO C, SKRYPNYK NI, BRILLI LL, CHIBA T, NOVITSKAYA T, WOODS C, WEST J, KOROTCHENKO VN, MCDERMOTT L, DAY BW, DAVID SON AJ, HARRIS RC, DE CAESTECKER MP, HUKRIEDE ). Histondeacetylashämmare ökar återhämtningen efter AKI. J Am Soc Nephrol 24: 943–953.

18. COPPER JE, BUDGEON LR, FOUTZ CA, VAN ROSSUM DB, VANSELOW DJ, HUBLEY MJ, CLARK DP, MANDRELL DT, CHENG KC (2018). Jämförande analys av fixerings- och inbäddningstekniker för optimerad histologisk beredning av zebrafisk.

19. Comp Biochem Physiol Part C Toxicol Pharmacol 208: 38–46. CREWS DC, BELLO AK, SAADI G (2019). Belastning, tillgång och skillnader i njursjukdom. Rev Nefrol Dial y Traspl 39: 1–11.

20.CURADO S, STAINIER DYR, ANDERSON RM (2008). Nitroreduktas-medierad cell/vävnadsablation i zebrafisk: en rumsligt och tidsmässigt kontrollerad ablationsmetod med tillämpningar i utvecklings- och regenereringsstudier. Nat Protoc 3: 948–954.

21.CURRARINO G, COLN D, VOTTELER T (1981). Triad av anorektala, sakrala och presakrala anomalier. Am J Röntgenol 137: 395-398.

22.DESGRANGE A, CEREGHINI S (2015). Nephron Patterning: Lektioner från Xenopus, Zebrafish och Mouse Studies. Celler 4: 483–499.

23.DIEP CQ, MA D, DEO RC, HOLM TM, NAYLOR RW, ARORA N, WINGERT RA, BOLLIG F, DJORDJEVIC G, LICHMAN B, ZHU H, IKENAGA T, ONO F, ENGLERT C, COWAN CA, HUKRIEDE NA, HANDIN RI, DAVIDSON AJ (2011). Identifiering av vuxna nefronföräldrar som kan regenerera njurar hos zebrafisk. Nature 470: 95–100.

24.DIEP CQ, PENG Z, UKAH TK, KELLY PM, DAIGLE R V., DAVIDSON AJ (2015). Utveckling av zebrafisken mesonephros. Genesis 53: 257–269.

25. DRUMMOND I (2003). Att göra en zebrafisknjure: en berättelse om två rör. Trends Cell Biol 13: 357–365.

26.DRUMMOND IA, MAJUMDAR A, HENTSCHEL H, ELGER M, SOLNICA-KREZEL L, SCHIER AF, NEUHAUSS SCF, STEMPLE DL, ZWARTKRUIS F, RANGINI Z, DRIEVER W, FISHMAN MC (1998). Tidig utveckling av zebrafiskens pronephros och analys av mutationer som påverkar pronefri funktion. Utveckling 125: 4655–4667.

27.DWORSCHAK GC, REUTTER HM, LUDWIG M (2021). Currarinos syndrom: en omfattande genetisk genomgång av en sällsynt medfödd sjukdom. Orphanet J Rare Dis 16: 167.

28. EISEN JS, SMITH JC (2008). Att kontrollera morfolinoexperiment: sluta inte göra antisense. Utveckling 135: 1735–1743.

29.EL-BROLOSY MA, STAINIER DYR (2017). Genetisk kompensation: Ett fenomen på jakt efter mekanismer Ed. C Moens. PLOS Genet 13: e1006780.

30.ELIZONDO MR, BUDI EH, PARICHY DM (2010). Trpm7 Reglering av in vivo katjonhomeostas och njurfunktion involverar Stanniocalcin 1 och Fgf23. Endocrinology 151: 5700–5709.

31.ELMONEM M, BERLINGERIO S, VAN DEN HEUVEL L, DE WITTE P, LOWE M, LEVTCHENKO E (2018). Genetiska njursjukdomar: Zebrafiskmodellernas framväxande roll. Celler 7: 130.

32. ELMONEM MA, KHALIL R, KHODAPARAST L, KHODAPARAST L, ARCOLINO FO, MORGAN J, PASTORE A, TYLZANOWSKI P, NY A, LOWE M, DE WITTE PA, BAELDE HJ, VAN DEN HEUVEL LP, LEVTCHENKO E (2017). Cystinos (ctn's) zebrafiskmutant visar pronefri glomerulär och tubulär dysfunktion. Sci Rep 7: 42583.

33.ENE-IORDACHE B, PERICO N, BIKBOV B, CARMINATI S, REMUZZI A, PERNA A, ISLAM N, BRAVO RF, ALECKOVIC-HALILOVIC M, ZOU H, et al., (2016). Kronisk njursjukdom och kardiovaskulär risk i sex regioner i världen (ISN-KDDC): en tvärsnittsstudie. Lancet Glob Heal 4: e307–e319.

34. EVAN AP (2010). Fysiopatologi och etiologi för stenbildning i njure och urinvägar. Pediatr Nephrol 25: 831–841.

35. FERGUSON JL, SHIVE HR (2019). Sekventiell immunfluorescens och immunhistokemi på kryosektionerade zebrafiskembryon. J Vis Exp 147: e59344.

36.FERNÁNDEZ R, MALNIC G (1998). H plus ATPas och Cl - Interaktion vid reglering av MDCK-cells pH. J Membr Biol 163: 137-145.

37. FOREMAN KJ, MARQUEZ N, DOLGERT A, FUKUTAKI K, FULLMAN N, McGaughey M, PLETCHER MA, SMITH AE, TANG K, YUAN CW, et al., (2018). Prognos av förväntad livslängd, förlorade levnadsår och dödlighet av alla orsaker och orsaker för 250 dödsorsaker: referens- och alternativscenarier för 2016–40 för 195 länder och territorier. Lancet 392: 2052–2090. 38.GELDSETZER P, MANNE-GOEHLER J, THEILMANN M, DAVIES JI, AWASTHI A, VOLLMER S, JAACKS LM, BÄRNIGHAUSEN T, ATUN R (2018). Diabetes och högt blodtryck i Indien. JAMA Intern Med 178: 363.

39.HANKE N, STAGGS L, SCHRODER P, LITTERAL J, FLEIG S, KAUFELD J, PAULI C, HALLER H, SCHIFFER M (2013). "Zebrafiske" efter nya gener som är relevanta för den glomerulära filtreringsbarriären. Biomed Res Int 2013: 1–12.

40. HELLMAN NE, LIU Y, MERKEL E, AUSTIN C, LE CORRE S, BEIER DR, SUN Z, SHARMAN, YODER BK, DRUMMOND IA(2010). Zebrafisken foxj1a transkriptionsfaktor reglerar flimmerhårens funktion som svar på skada och epitelsträckning. Proc Natl Acad Sci USA 107: 18499–18504.

41.HENTSCHELDM,PARKKM,CILENTIL,ZERVOSAS,DRUMMONDI,BONVENTRE J V. (2005). Akut njursvikt hos zebrafisk: ett nytt system för att studera en komplex sjukdom. Am J Physiol Physiol 288: F923–F929.

42. HILL NR, FATOBA ST, OKE JL, HIRST JA, O'CALLAGHAN CA, LASSERSON DS, HOBBSFDR(2016).GlobalPrevalenceofChronic Kidney Disease–ASystematic Review and Meta-Analysis Ed. G Remuzzi. PLoS One 11: e0158765.

43. HOWE K, CLARK MD, TORROJA CF, TORRANCE J, BERTHELOT C, MUFFATO M, COLLINS JE, HUMPHREY S, MCLAREN K, MATTHEWS L, et al., (2013). Zebrafiskens referensgenomsekvens och dess förhållande till det mänskliga genomet. Nature 496: 498–503.

44. JAFFE KM, THIBERGE SY, BISHER ME, BURDINE RD (2010). Avbilda Cilia i Zebrafisk. I Methods in Cell Biology (Ed. Cassimeris L, Tran P). Vol. 97. Academic Press, s. 415-435.

45. JAIN S (2014). Njurutveckling och relaterade anomalier. I Pathobiology of Human Disease Elsevier, s. 2701–2715.

46. ​​JHA V, GARCIA-GARCIA G, ISEKI K, LI Z, NAICKER S, PLATTNER B, SARAN R, WANG AYM, YANG CW (2013). Kronisk njursjukdom: Global dimension och perspektiv. Lancet 382: 260–272.

47.JOBST-SCHWAN T, HOOGSTRATEN CA, KOLVENBACH CM, SCHMIDT JM, KOLB A, EDDY K, SCHNEIDER R, ASHRAF S, WIDMEIER E, MAJMUNDAR AJ, HILDEBRANDT F (2019). Kortikosteroidbehandling förvärrar nefrotiskt syndrom i en zebrafiskmodell av magi2a knockout. Kidney Int 95: 1079–1090.

48. JOHNSON CS, HOLZEMER NF, WINGERT RA (2011). Laserablation av Zebrafisk Pronephros för att studera njurepitelregenerering. J Vis Exp 54: 2845.

49.JÖRGENS K, HILLEBRANDS JL, HAMMES HP, KROLL J (2012). Zebrafisk: En modell för att förstå diabeteskomplikationer. Exp Clin Endocrinol Diabetes 120: 186–187.

50.KAMEI CN, LIU Y, DRUMMOND IA (2015). Njurregenerering hos vuxen zebrafisk genom gentamicininducerad skada. J Vis Exp 102: e51912.

51.KAUFMAN CK, WHITE RM, ZON L (2009). Kemisk genetisk screening i zebrafiskembryot. Nat Protoc 4: 1422–1432.

52.KAWASUMI M, NGHIEM P (2007). Kemisk genetik: Belysande av biologiska system med småmolekylära föreningar. J Invest Dermatol 127: 1577–1584.

53.KIM BH, ZHANG GJ (2020). Generera stabila knockout-zebrafisklinjer genom att ta bort stora kromosomala fragment med hjälp av flera gRNA. G3-gener, genom, Genet 10: 1029–1037.

54.KRAMER-ZUCKER AG (2005). Cilia-drivet vätskeflöde i zebrafiskens pronephros, hjärnan och Kupffers vesikel krävs för normal organogenes. Utveckling 132: 1907–1921.

55.KRAMER-ZUCKER AG, WIESSNER S, JENSEN AM, DRUMMOND IA (2005). Organisation av den pronefriska filtreringsapparaten i zebrafisk kräver Nephrin, Podocin och FERM-domänproteinet Mosaic eyes. Dev Biol 285: 316-329.

56. KRISHNAMURTHY VG (1976). Cytophysiology of Corpuscles of Stannius. Int Rev Cytol 46: 177–249.

57. KROEGER PT, DRUMMOND BE, MICELI R, MCKERNAN M, GERLACH GF, MARRA AN, FOX A, MCCAMPBELL KK, LESHCHINER I, RODRIGUEZ-MARI A, BREMILLER R, THUMMEL R, DAVIDSON AJ, POSTLETHWAIT J, WERTGOESSLING W, WERTGOESSLING RA (2017). Zebrafiskens njurmutant zeppelin avslöjar att brca2/fancd1 är avgörande för pronefros utveckling. Dev Biol 428: 148-163.

58. LAWSON ND, WOLFE SA (2011). Framåtriktade och omvända genetiska tillvägagångssätt för analys av ryggradsdjursutveckling hos zebrafiskar. Dev Cell 21: 48–64.

59. LEE S, KIM EJ, CHO SI, PARK H, SEO SH, SEONG MW, PARK SS, JUNG SE, LEE SC, PARK KW, KIM HY (2018). Spektrum av MNX1 patogena varianter och associerade kliniska egenskaper hos koreanska patienter med Currarinos syndrom. Ann Lab Med 38: 242–248.

60. LEVEY AS, ASTOR BC, STEVENS LA, CORESH J (2010). Kronisk njursjukdom, diabetes och högt blodtryck: Vad finns i ett namn? Njure Int 78: 19–22.

61.LINDNER TH, NJOLSTAD PR, HORIKAWA Y, BOSTAD L, BELL GI, SOVIK O (1999). Ett nytt syndrom av diabetes mellitus, njurdysfunktion och genital missbildning associerat med en partiell deletion av pseudo-POU-domänen av hepatocytkärnfaktor-1beta. Hum Mol Genet 8: 2001–2008.

62. LIU K, PETREE C, REQUENA T, VARSHNEY P, VARSHNEY GK (2019). Utöka CRISPR-verktygslådan i zebrafisk för att studera utveckling och sjukdom. Front Cell Dev Biol 7: 13.

63.LIU Y, LUO D, LEI Y, HU W, ZHAO H, CHENG CHK (2014). Ett mycket effektivt TALEN-medierat tillvägagångssätt för riktad genstörning i Xenopus tropicalis och zebrafisk. Metoder 69: 58–66.

64. LIU Y, PATHAK N, KRAMER-ZUCKER A, DRUMMOND IA (2007). Notch-signalering styr differentieringen av transporterande epitel och multicilierade celler i zebrafiskens pronefros. Utveckling 134: 1111–1122.

65. LUNT SC, HAYNES T, PERKINS BD (2009). Zebrafisk ift57, ift88 och ift172 intraflagellära transportmutanter stör cilia men påverkar inte igelkottssignalering. Dev Dyn 238: 1744–1759.

66. MANGOS S, LAM P y., ZHAO A, LIU Y, MUDUMANA S, VASILYEV A, LIU A, DRUMMOND IA (2010). ADPKD-generna pkd1a/b och pkd2 reglerar extracellulär matrisbildning. Dis Model Mech 3: 354–365.

67.MARRA AN, ULRICH M, WHITE A, SPRINGER M, WINGERT RA (2017). Visualisera multicilierade celler i zebrafisken genom ett kombinerat protokoll för helmonterat fluorescerande in situ-hybridisering och immunfluorescens. J Vis Exp 129: 56261.

68. MCCAMPBELL KK, SPRINGER KN, WINGERT RA (2015). Atlas of Cellular Dynamics under Zebrafish Adult Kidney Regeneration. Stamceller Int 2015: 1–19.

69.MCKEE RA, WINGERT RA (2015). Zebrafisk njurpatologi: nya modeller av akut njurskada. Curr Pathobiol Rep 3: 171–181.

70.MINGEOT-LECLERCQ MP, TULKENS PM (1999). Aminoglykosider: Nefrotoxicitet. Antimicrob Agents Chemother 43(5): 1003–1012.

71. MORALES EE, HANDA N, DRUMMOND BE, CHAMBERS JM, MARRA AN, ADDI EGO A, WINGERT RA (2018). Homeogen emx1 krävs för utveckling av nefrons distala segment hos zebrafisk. Sci Rep 8: 18038.

72.MULLINS MC, HAMMERSCHMIDT M, HAFFTER P, NÜSSLEIN-VOLHARD C (1994). Storskalig mutagenes hos zebrafisken: på jakt efter gener som styr utvecklingen hos ett ryggradsdjur. Curr Biol 4: 189-202.

73. NAYLOR RW, CHANG H-HG, QUBISI S, DAVIDSON AJ (2018). En ny mekanism för körtelbildning hos zebrafisk som involverar transdifferentiering av njurepitelceller och extrudering av levande celler. Elife 7: e38911.

74. NAYLOR RW, DAVIDSON AJ (2017). Pronefri tubulibildning hos zebrafisk: morfogenes och migration. Pediatr Nephrol 32: 211–216.

75.NAYLOR RW, PRZEPIORSKI A, REN Q, YU J, DAVIDSON AJ (2013). HNF1 bIs väsentligt för nefronsegmentering under nefrogenes. J Am Soc Nephrol 24: 77–87.

76.OTT E, WENDIK B, SRIVASTAVA M, PACHO F, TÖCHTERLE S, SALVENMOSER W, MEYER D (2016). Pronefri tubuli-morfogenes hos zebrafisk beror på Mnx-medierad repression av irx1b inom den mellanliggande mesodermen. Dev Biol 411: 101-114.

77.OUTTANDY P, RUSSELL C, KLETA R, BOCKENHAUER D (2019). Zebrafisk som modell för njurfunktion och sjukdom. Pediatr Nephrol 34: 751–762.

78.PALMYRE A, LEE J, RYKLIN G, CAMARATA T, SELIG MK, DUCHEMIN AL, NOWAK P, ARNAOUT MA, DRUMMOND IA, VASILYEV A (2014). Kollektiv epitelmigrering driver njurreparation efter akut skada Ed. AJ Kabla. PLoS One 9: e101304.

79.PATTON EE, ZON LI (2001). Konsten och designen av genetiska skärmar: zebrafisk. Nat Rev Genet 2: 956–966.

80.PIECZYNSKI J, MARGOLIS B (2011). Proteinkomplex som kontrollerar njurepitelpolariteten. Am J Physiol Physiol 300: F589–F601.

81.POUREETEZADI SJ, WINGERT RA (2016). Liten fisk, stor fångst: zebrafisk som modell för njursjukdom. Kidney Int 89: 1204–1210.

82.RAJAPURKAR MM, JOHN GT, KIRPALANI AL, ABRAHAM G, AGARWAL SK, ALMEIDA AF, GANG S, GUPTA A, MODI G, PAHARI D, PISHARODY R, PRAKASH J, RAMAN A, RANA DS, SHARMA RK, SAHOO R, SAKHUJA V, TATAPUDI RR, JHA V (2012). Vad vet vi om kronisk njursjukdom i Indien: första rapporten från det indiska CKD-registret. BMC Nephrol 13: 10.

83.RAJASEKARAN SA, PALMER LG, MOON SY, PERALTA SOLER A, APODACA GL, HARPER JF, ZHENG Y, RAJASEKARAN AK (2001). Na,K-ATPas-aktivitet krävs för bildande av täta förbindelser, desmosomer och induktion av polaritet i epitelceller Ed. G Guidotti. Mol Biol Cell 12: 3717-3732.

84. ROBERTS RJ, ELLIS AE (2012). Teleosternas anatomi och fysiologi. I Fish Pathol Fourth Ed (Ed. Roberts RJ) Wiley, s. 17–61.

85.ROBU ME, LARSON JD, NASEVICIUS A, BEIRAGHI S, BRENNER C, FARBER SA, EKKER SC (2007). s53 Aktivering av Knockdown Technologies Ed. M Mullins. PLoS Genet 3: e78.

86.ROSSI A, KONTARAKIS Z, GERRI C, NOLTE H, HÖLPER S, KRÜGER M, STAINIER DYR (2015). Genetisk kompensation induceras av skadliga mutationer men inte gennedbrytningar. Nature 524: 230–233.

87.SABALIAUSKAS NA, FOUTZ CA, MEST JR, BUDGEON LR, SIDOR AT, GERSHENSON JA, JOSHI SB, CHENG KC (2006). High-throughput zebrafisk histologi. Metoder 39: 246–254.

88. SERTORI R, TRENGOVE M, BASHEER F, WARD AC, LIONGUE C (2016). Genomredigering i zebrafisk: en praktisk översikt. Brief Funct Genomics 15: 322–330.

89. SHAH AN, DAVEY CF, WHITE BIRCH AC, MILLER AC, MOENS CB (2016). Snabb omvänd genetisk screening med CRISPR i zebrafisk. Zebrafisk 13: 152–153.

90. SHAO W, ZHONG D, JIANG H, HAN Y, YIN Y, LI R, QIAN X, CHEN D, JING L (2020). En ny aminoglykosid gentamicin visar låg nefrotoxicitet och ototoxicitet i zebrafisk embryon. J Appl Toxicol 41:1063-1075.

91.SHARMA KR, HECKLER K, STOLL SJ, HILLEBRANDS JL, KYNAST K, HERPEL E, PORUBSKY S, ELGER M, HADASCHIK B, BIEBACK K, HAMMES HP, NAWROTH PP, KROLL J (2016). ELMO1 skyddar njurstrukturen och ultrafiltrering vid njurutveckling och under diabetestillstånd. Sci Rep 6: 37172.

92.SMYTH IM, CULLEN-MCEWEN LA, CARUANA G, BLACK MJ, BERTRAM JF (2017). Utveckling av njuren. I Fetal and Neonatal Physiology Elsevier, s. 953-964.e4.

93. SULLIVAN-BROWN J, BISHER ME, BURDINE RD (2011). Inbäddning, seriell sektionering och färgning av zebrafiskembryon med JB-4-harts. Nat Protoc 6: 46–55.

94.SULLIVAN-BROWN J, SCHOTTENFELD J, OKABE N, HOSTETTER CL, SERLUCA FC, THIBERGE SY, BURDINE RD (2008). Zebrafiskmutationer som påverkar flimmerhårens motilitet delar liknande cystiska fenotyper och föreslår en mekanism för cystbildning som skiljer sig från pkd2-morfanter. Dev Biol 314: 261-275.

95. SUMMERTON J (1999). Morpholino antisense-oligomerer: fallet för en RNase H-oberoende strukturell typ. Biochim Biophys Acta - Gene Struct Expr 1489: 141–158.

96.SUN, Z. AMSTERDAM, A. PAZOUR, GJ COLE, DG MILLER SM (2004). En genetisk screening hos zebrafisk identifierar ciliagener som en huvudsaklig orsak till cystisk njure. Utveckling 131: 4085–4093.

97.TAHARA T, OGAWA K, TANIGUCHI K (1993). Ontogeni av Pronephros och Mesonephros i den sydafrikanska klösgrodan, Xenopus laevis Daudin, med särskild hänvisning till utseendet och rörelsen av de reninimmunopositiva cellerna. Exp Anim 42: 601–610.

98. TALLAFUSS A, GIBSON D, MORCOS P, LI Y, SEREDICK S, EISEN J, WASHBOURNE P (2012). Slå PÅ och AV genfunktion med hjälp av sense och antisense fotomorfolinos i zebrafisk. Utveckling 139: 1691–1699.

99.TAVARES B, JACINTO R, SAMPAIO P, PESTANA S, PINTO A, VAZ A, ROXO-ROSA M, GARDNER R, LOPES T, SCHILLING B, HENRY I, SAÚDE L, LOPES SS (2017). Notch/Her12-signalering modulerar, förhållandet rörliga/immotila cilia nedströms Foxj1a i zebrafisk vänster-höger-organisator. Elife 6: e25165.

100.THOMAS R, KANSO A, SEDOR JR (2008). Kronisk njursjukdom och dess komplikationer. Prim Care - Clin Off Pract 35: 329–344.

101.VARMA PP (2015). Prevalens av kronisk njursjukdom i Indien - Vart är vi på väg? Indian J Nephrol 25: 133–135.

102.VARSHNEY GK, BURGESS SM (2014). Mutagenes och fenotypningsresurser hos zebrafisk för att studera utveckling och mänskliga sjukdomar. Brief Funct Genomics 13: 82–94.

103.VARSHNEY GK, CARRINGTON B, PEI W, BISHOP K, CHEN Z, FAN C, XU L, JONES M, LAFAVE MC, LEDIN J, SOOD R, BURGESS SM (2016). Ett funktionellt genomikarbetsflöde med hög genomströmning baserat på CRISPR/Cas9-medierad riktad mutagenes i zebrafisk. Nat Protoc 11: 2357–2375.

104.VARUGHESE S, ABRAHAM G (2018). Kronisk njursjukdom i Indien. Clin J Am Soc Nephrol 13: 802–804.

105.VASILYEV A, LIU Y, MUDUMANA S, MANGOS S, LAM PY, MAJUMDAR A, ZHAO J, POON KL, KONDRYCHYN I, KORZH V, DRUMMOND IA (2009). Kollektiv cellmigrering driver morfogenesen av njuren Nephron Ed. DL Stemple. PLoS Biol 7: e1000009.

106.VERLANDER JW (1998). Normal njurfunktion och förändringar av njurfunktionen i tillstånd av nefrotoxicitet Normal ultrastruktur av njurarna och nedre urinvägarna. Toxicol Pathol 26: 1–17.

107.WILSON PD (2011). Apiko-basal polaritet i polycystisk njursjukdom epitel. Biochim Biophys Acta - Mol Basis Dis 1812: 1239–1248.

108.WINGERT RA, DAVIDSON AJ (2011). Nefrogenes av zebrafisk involverar dynamiska spatiotemporala uttrycksförändringar i njurfader och väsentliga signaler från retinsyra och irx3b. Dev Dyn 240: 2011–2027.

109.WINGERT RA, SELLECK R, YU J, SONG HD, CHEN Z, SONG A, ZHOU Y, THISSE B, THISSE C, MCMAHON AP, DAVIDSON AJ (2007). cdx-gener och retinsyra styr positioneringen och segmenteringen av zebrafiskens pronefros. PLoS Genet 3: 1922–1938.

110.YAKULOV TA, TODKAR AP, SLANCHEV K, WIEGEL J, BONA A, GROSS M, SCHOLZ A, HESS I, WURDITSCH A, GRAHAMMER F, et al., (2018). CXCL12 och MYC kontrollerar energimetabolismen för att stödja adaptiva svar efter njurskada. Nat Commun 9: 1–15.

111.YAMAGUCHI T, HAMPSON SJ, REIF GA, HEDGE AM, WALLACE DP (2006). Kalcium återställer en normal spridningsfenotyp i humana polycystiska njursjukdomar epitelceller. J Am Soc Nephrol 17: 178–187.

112.ZAGHLOUL NA, KATSANIS N (2011). Zebrafiskanalyser av ciliopatier. I Methods in Cell Biology (Ed. Detrich HW, Westerfield M, Zon L. I). Vol. 105. Academic Press, s. 257-272.

113.ZHAO C, MALICKI J (2007). genetiska defekter hos pronephric cilia hos zebrafisk. Mech Dev 124: 605–616.

114. ZHOU W, DAI J, ATTANASIO M, HILDEBRANDT F (2010). Nephrocystin-3 krävs för ciliärfunktion i zebrafiskembryon. Am J Physiol Physiol 299: F55–F62.

115.ZHOU W, HILDEBRANDT F (2012). Inducerbar podocytskada och proteinuri hos transgena zebrafiskar. J Am Soc Nephrol 23: 1039–1047.

För mer information: david.deng@wecistanche.com WhatApp:86 13632399501