Differentiell lipidomi hos HK-2-celler och exosomer under hög glukosstimulering

Abstrakt

Onormal cellulär lipidmetabolism är mycket viktig i förekomsten och progressionen av diabetisk njursjukdom (DKD). Lipidsammansättningen och differentiellt uttryck genom hög glukosstimulering av njurrörsceller och deras exosomer, som är en viktig del av utvecklingen av DKD, är dock i stort sett okända. I denna studie, baserat på riktad lipidanalys genom isotopmärkning och tandemmasspektrometri, kvantifierades totalt 421 och 218 lipidarter i HK-2-celler respektive exosomer. Ännu viktigare, resultaten visade att GM3 d18:1/22:0, GM3 d18:1/16:0, GM3 d18:0/16:0, GM3 d18:1/22:1 ökade signifikant, medan LPE18:1, LPE, CL66:4 (16:1), BMP36:3, CL70:7 (16:1), CL74:8 (16) :1) minskade signifikant i högglukosstimulerade HK{{4{{90}}}}-celler. Även PG36:1, FFA22:5, PC38:3, SM d18:1/16:1, CE-16:1, CE-18:3, CE-20:5, och CE-22:6 ökade signifikant, medan GM3 d18:1/24:1, GM3 minskade signifikant i exosomer som utsöndrades av högglukosstimulerade HK-2-celler. Dessutom minskade TAG, PC och CL signifikant i exosomerna jämfört med HK-2-cellerna och LPA18:2, LPI22:5, PG32:2, FFA16:1, GM3 d18:1/18:1 , GM3 d18:1/20:1, GM3 d18:0/20:0, PC40:6p, TAG52:1(18:1), TAG52:0(18:0), CE{{101 }}:5, CE-20:4, CE-22:6 hittades bara i exosomer. Dessutom minskade uttrycket av PI4P i HK-2-celler under ett högt glukostillstånd. Dessa data kan vara användbara för att tillhandahålla nya mål för att utforska mekanismerna för DKD.

Nyckelord

Riktad lipidomics; Renala tubuli; Exosomer; Diabetisk njursjukdom.

Klicka här för att köpa Cistanche-tillskott för att skydda njuren

Introduktion

Lipidmetaboliska störningar deltar i uppkomsten och utvecklingen av diabetisk njursjukdom (DKD) [1, 2]. Förändringar i cellulär lipidsammansättning i njuren under ett högt glukostillstånd kan orsaka en ökning av aktiv syreproduktion, mitokondriell dysfunktion och till och med inducera apoptos [3, 4, 5, 6]. Även om många forskare har erkänt den viktiga rollen av njurtubuli i utvecklingen och progressionen av DKD, har få studier behandlat övergripande lipiduttryck i njurtubuli eller förändringar under hög glukosstimulering [7, 8]. Därför är det av stor vikt att få omfattande information om lipider i njurtubuli, och därmed ytterligare belysa lipidernas roll i patogenesen av DKD.

Under de senaste åren har exosomernas roll i utvecklingen av DKD väckt ökad uppmärksamhet. Exosomer som kan samarbeta med autofagi-lysosomvägen för att lindra intracellulär stress har en viktig roll för att upprätthålla cellulär homeostas [9, 10]. Samtidigt fungerar de som bärare för materialöverföring och informationskommunikation mellan celler [11]. Nyligen genomförda studier har visat att överhörningen mellan de tubulära cellerna och andra njurcellstyper i nefronen kan ha en viktig roll i sjukdomsprogressionen [12, 13]. Även om lipidsammansättningen av exosomer kan påverka deras egenskaper, har den studerats i mindre utsträckning jämfört med uppmärksamheten från protein och RNA [14]. Eftersom exosomer som utsöndras av olika celler varierar i lipidtyper, innehåll och funktioner, skulle klargörande av lipidsammansättningen och differentiellt uttryck av exosomer som utsöndras av njurtubuli under ett högt glukostillstånd ge en teoretisk grund för att klargöra mekanismen för exosomal kommunikation angående njurtubuli. .

Här presenterade vi en differentiell lipidomanalys av njurtubuli och deras exosomer under hög glukosstimulering och upptäckte differentiellt uttryckta lipidarter av kardiolipin (CL), monosialodihexosylgangliosid (GM3) och kolesterylester (CE). Vi undersökte också initialt fosfoinositiders (PIP) roll i exosomal produktion och observerade upptaget av tubulära exosomer av glomerulära mesangiala celler (GMC).

Cistanche tillägg

Metoder

1. Cellkultur

Den humana proximala tubulära njurepitelcellinjen HK-2 köptes från Shanghai Institute for Biological Sciences Cell Resource Center. HK-2-cellerna odlades i normal glukos Dulbeccos modifierade Eagle Medium/Nutrient Mixture F-12 (DMEM/F-12) som kompletterades med 10 procent fetalt bovint serum (FBS; FSP500, ExCell). Normalt glukos DMEM/F-12 var en 1:1 blandning av DMEM (11966025, Gibco) och Ham's F-12 (11765054, Gibco) som innehöll 5,56 mmol/L glukos. Cellerna hölls vid 37 grader i en 5 procent CO2-inkubator. När väl 80 procent sammanflöde uppnåtts skördades cellerna med användning av standardtrypsinklyvningsförfarandet och fick passera i ett uppdelningsförhållande av 1:2. Passagecellerna odlades med exosom-utarmad FBS (CMS101.03, Cellmax) i 5,5 mmol·L-1 glukos som blank kontrollgrupp (NG) och 30 mmol·L-1 glukos som hög glukos grupp (HG) i 48 timmar.

2. Exosomer isolering

Differentiell ultracentrifugering användes för att extrahera exosomer från HK{{0}} cellkultursupernatanterna. I korthet samlades HK-2 cellkultursupernatanter upp och centrifugerades sekventiellt vid 2000×g, 4 grader i 10 minuter, och sedan vid 10,000×g, 4 grader i 30 min för att ta bort celler, cellrester och stora vesiklar. Supernatantfraktioner filtrerades med 0,22-μm porstorleksfilter. Filtrerade prover utsattes sedan för ultracentrifugering vid 110 000 xg under 75 minuter, två gånger vid 4 grader för att pelletera exosomerna. De resulterande exosomerna återsuspenderades i en liten mängd fosfatbuffertlösning (PBS) och lagrades vid -80 grad.

3. Nanopartikelspårningsanalys (NTA)

Exosomer tinades i ett 25 graders vattenbad och placerades på is, varefter de späddes direkt med 1×PBS för detektering med tunable resistive pulse sensing (TRPS). Analyser av storleksfördelning och koncentration av exosomer utfördes med qNano Gold med Izon Control Suite 3.3.2 från Izon Science.

4. Proteinbestämning och western blotting

Cirka. 100 ul förblandad krackningslösning (RIPA krackningslösning och 1 procent PMSF-inhibitor) sattes till cell- och exosomproverna separat. Efter krackning i 30 minuter centrifugerades de vid 12,000×g, 4 grader i 20 minuter. Supernatanten togs och proteinkoncentrationerna bestämdes genom att använda bicinchoninsyra (BCA; Beyotime) proteinanalyskit enligt tillverkarens instruktioner. Bovint serumalbumin användes som standardprotein.

Proteinprover fraktionerades genom natrium-dodecyl-sulfat polyakrylamidgelelektrofores (SDS-PAGE). Efter att ha överförts till ett PVDF-membran (Millipore) inkuberades de med olika primära antikroppar, anti-CD63 (EXOAB-CD63A-1, SBI; 1:1000), anti-ALIX (YT6283, Immunoway; 1:1000 ), anti-Calnexin (YT0613, Immunoway; 1:1000), anti-P62 (P0067, Sigma; 1:1000) och anti-LC3 (L7543, Sigma; 1:1000), följt av get-anti-kanin eller möss Ig sekundära antikroppar (180202-001, SBI; 1:5000). Specifika band detekterades med användning av förstärkt kemiluminescerande (ECL; Beyotime) substrat. -actin (BM0627, Boster) användes som en intern kontroll. Relativ bandintensitet mättes med hjälp av ImageJ-mjukvara.

5. Transmissionselektronmikroskopi (TEM)

5 ul prov släpptes till kopparnätet och inkuberades vid rumstemperatur under 5 min. En droppe 2% uranperoxidacetat sattes till kopparnätet och inkuberades vid rumstemperatur under 1 min. Den torkades sedan i cirka 20 minuter vid rumstemperatur och observerades under ett nanotransmissionselektronmikroskop (Tecnai G2 Spirit BioTwin, FEI).

Cistanche-extrakt

6. Riktad lipidomi

Lipider extraherades med en modifierad version av Bligh och Dyers metod [15]. Alla lipidomanalyser utfördes på en Exion ultra-performance vätskekromatografi (UPLC) kopplad med ett SCIEX QTRAP 6500 PLUS-system. UPLC-MS/MS-analyser utfördes i elektrosprayjoniseringsläge (ESI), med följande villkor: gardingas=20, jonsprayspänning=5,500 V , temperatur=400 grad , jonkällgas 1=35 och jonkällgas 2=35. Polära lipider separerades med användning av en Phenomenex Luna 3 µm kiseldioxidkolonn (innerdiameter 150 × 2.0 mm) med två mobila faser: mobil fas A (kloroform: metanol: ammoniumhydroxid, 89,5: 10: 0.5) och mobil fas B (kloroform: metanol: ammoniumhydroxid: vatten, 55: 39: 0.5: 5,5). Gradientseparation utfördes enligt följande: gradienten bibehölls med 95 procent A i 5 minuter och reducerades sedan linjärt till 60 procent på 7 minuter och hölls i 4 minuter, varefter den sjönk till 30 procent och hölls sedan i 15 min. Slutligen applicerades den ursprungliga gradienten och bibehölls i 5 min. Massspektrometrisk multireaktionsövervakning (MRM) etablerades för olika lipididentifiering och kvantitativ analys [16, 17]. Individuella polära lipidarter kvantifierades genom att hänvisa till spetsade interna standarder av samma lipidklass inklusive PE-d31(16:0/18:1), DMPE; PG-d31(16:0/18:1), DMPG; PI-d31(16:0/18:1), di-C8- PI; PS-d31(16:0/18:1), DMPS; PA-d31(16:{{1{{1{{110}}8}}4}}/18:1), PA(17:0/17:0); BMP-(14:0/14:0); LPE-17:1; LPI-17:1; LPS-17:1; LPA-17:0; GM3 d18:1/18:0-d3; d31-16:0, d8-20:4; PC-d31(16:0/18:1), DMPC; SM d18:1/ d31-16:0, SM d18:1/12:0; LPC-17:0; Cer d18:1-d7/15:0; Sph-d18:1/17:0; CL 22:1(3)-14:1.

Glycerollipider, inklusive diacylglyceroler (DAG) och triacylglyceroler (TAGs), kvantifierades med hjälp av en modifierad version av omvänd fas HPLC/MS/MS. Separation av neutrala lipider uppnåddes på en Phenomenex Kinetex-C18 2.6 µm kolonn (id 4,6x100 mm) med användning av en mobil fas innehållande kloroform: metanol: {{19} }.1 M ammoniumacetat (100:100:4), vid en flödeshastighet av 160 µl/min. d5-TAG (16:0)3; d5-TAG (14:0)3; d5-TAG (18:0)3 användes för att individuellt spika TAG. d5-DAG (1,3-17:0); d5-DAG (1,3-18:1) användes för att öka individuell DAG baserat på Neutral miss MS/MS-teknik.

Fria kolesteroler, steroler och deras estrar analyserades med HPLC-MS/MS, utförd i atmosfäriskt tryck kemisk jonisering (APCI), med kolesteryl-2,2,3,4,4,6-d6 oktadekonat; Kolesterol-26,26,26,27,27,27-d6 som interna standarder.

Kloroform: metanol: (1:1), 2,4 M saltsyra och 0,25 M EDTA sattes till provet, följt av malning vid låga temperaturer. Provet centrifugerades efter inkubation i 3 timmar vid 4 grader, varefter den nedre organiska fasen extraherades. Kloroform tillsattes för den andra extraktionen, följt av tvättning av den organiska fasen med användning av IN saltsyra:metanol (1:1). Den organiska fasen torkades i en roterande vakuumkoncentrator. Som tidigare rapporterats användes 40 procent metylamin: vatten: n-butanol: metanol (36:8:9:47) för deacylering och analyserades med Thermo ICS-5000 jonkromatografi. PI4P, PI3P, PI4P, PI(3, 4)P2, PI(3, 5)P2, PI(4, 5)P2 och PI(3, 4,5) P3 användes för att bygga en extern kalibreringskurva för kvantitativa analys. Analysen stöddes av Lipidall Technologies Company Limited.

7. Fluorescensmikroskopi

För att visualisera upptaget av exosomer i GMC (Sicencell), märktes en lika stor mängd exosomer som utsöndrades av HK-2-celler med eller utan hög glukosstimulering med PKH67 (mini67, Sigma) enligt tillverkarens instruktioner. Märkta exosomer odlades med GMC under 24 timmar. Konfluenta GMC tvättades tre gånger med PBS, varefter cellerna fixerades med 4 procent paraformaldehyd och hölls borta från ljus i 30 minuter. Celler tvättades tre gånger med PBS och färgades med DAPI (28718903, Solarbio) under 4-6min. Efter tvättning tre gånger fotograferades konfluenta GMC med Nikon C2 konfokalmikroskop.

8. Statistisk analys

GraphPad 7.0 användes för statistisk analys och kartläggning. Data uttrycks som medelvärde ± SEM. Students t-test användes för jämförelse mellan de två grupperna. Ett P-värde < 0.05 ansågs vara statistisk signifikans.

Cistanche kapslar

Diskussion

Vår studie tillhandahåller de differentiellt uttryckta lipidarterna av HK{{0}}-celler och exosomer under hög glukosstimulering, som inte tidigare rapporterats. Intressant nog är arter av GM3, som GM3 d18:1/22:0, GM3 d18:1/16:0, GM3 d18:0/16:0 , GM3 d18:1/22:1 ökade signifikant i högglukosstimulerade HK-2-celler, och GM3 d18:1/24:1, GM3 minskade signifikant i sina exosomer. Dessutom minskade GM3 d18:1 /18:1, GM3 d18:1/20:1 och GM3 d18:0/20:0 hittades endast i exosomer. GM3 är den mest spridda gangliosiden i kroppen, bestående av glukos, galaktos och sialinsyra som kännetecknas av sialiska grupper associerade med ceramidskelettstrukturen [18]. Det är involverat i regleringen av en mängd olika cellfunktioner, inklusive signaltransduktion, proliferation, differentiering och apoptos. Enligt nyare studier är serumkoncentrationen av GM3 högre hos patienter med typ 2-diabetes, hyperlipidemi och överviktiga patienter, medan GM3 kan främja avlägsnandet av insulinreceptorer och minska insulinsignaleringen [19]. Våra resultat indikerade förhöjda nivåer av alla differentiellt uttryckta GM3-arter i HK-2-celler under hög glukosstimulering, särskilt ökningen av GM3 med lateral kedja (22:0) som var den mest uppenbara. Zhang et al. [20] observerade också förhöjt GM3 d18:1/22:0 uttryck i njurbarken hos möss med diabetisk nefropati, vilket överensstämde med våra resultat. Studien av streptozotocin-inducerade typ 2-diabetesråttor utförd av Anela et al. [21] fann oförändrad GM3 i glomeruli men ökade signifikant GM3-uttryck i njurtubuli, vilket är i linje med vårt fynd av GM3-förändringar i njurtubuli. Kwak et al. [22] fann en GM3-minskning i det glomerulära innehållet hos streptozotocin-inducerade diabetiska råttor, följt av en selektiv filtreringsbarriär med förlust av laddning i glomeruli. Det är viktigt att notera att GM3:s roll i glomeruli och njurtubuli kan variera. GM3 är också en viktig del av lipidflotten [23]. Förändringar i GM3-expressionsnivåer i lipidflottor förändrar aktiviteterna av Na plus-glukos-kotransportör typ 2 (SGLT2) och renal Na plus /K plus /Cl-cotransporter, som båda är lipidflottaberoende [24]. Vissa forskare antog att en högre koncentration av GM3 ökar SGLT2 och Na plus /K plus /Cl-cotransporter aktiviteter, vilket leder till ökad tubulär reabsorption och efferent arteriole hydrostatiskt tryck och sedan orsaka njurtubulär cellskada genom att skada den tubuloglomerulära balansen. Kumari et al. [25] fann att GM3 i urinexosomer hos patienter visade en signifikant skillnad mellan DKD och diabetes mellitus. Sammantaget bör rollen av GM3:s förhöjda uttryck under högt glukos i njurtubuli tas upp i framtida forskning.

Viktigt är att våra resultat också visade att vissa arter av CL, inklusive CL66:4(16:1), CL70:7(16:1) och CL74:8(16:1) minskade signifikant i högt glukosstimulerad HK{ {13}} celler. Jämfört med HK-2-celler minskade CL signifikant i exosomerna. CL finns nästan helt i mitokondriernas inre membran och är en viktig del för att upprätthålla mitokondriernas struktur. Det har en viktig roll i elektronledning, adenosintrifosfatproduktion, energimetabolism och apoptos [26, 27]. Vid diabetes åtföljs mitokondriella morfologiska förändringar och dysfunktion ofta av patologisk CL-förändring [28,29]. De proximala tubulära njurepitelcellerna kräver tillräckligt med ATP för att upprätthålla den aktiva transporten och reabsorptionen av olika substanser. Som högenergikrävande celler är proximala tubulära njurepitelceller rika på mitokondrier [30]. Mitokondriell fragmentering har observerats i proximala tubulära epitelceller vid tidig diabetes. Zhang et al. [31] fann att CL var avgörande för att upprätthålla tubulär mitokondriell funktion hos möss med typ 1-diabetes. Våra resultat kan ge en ny teoretisk grund för att studera den mitokondriella skademekanismen för DKD.

Exosomer har en viktig roll för att upprätthålla cellulär homeostas genom att samarbeta med autofagi-lysosomvägen. Tidigare studier har funnit att förändringar i PIPs uttrycksnivåer kan påverka både exosomsekretion och cellulär autofagi genom att reglera transformationen av MVBs [32, 33, 34]. Nina et al. [35] fann att i PC-3-celler ökade hämning av PIKfyve, vilket substrat är PI3P, utsöndringen av exosomer och inducerade sekretorisk autofagi, vilket visade att dessa vägar var nära sammanlänkade av PIP. Baserat på ovanstående observerade vi förändringarna i PIP, exosomal produktion och autofagi i högglukosstimulerade HK-2-celler. Våra resultat visade att högt glukosstimulerade både utsöndringen av exosomer och aktiveringen av autofagi i HK-2-celler, medan en signifikant minskning hittades i PI4P-uttryck. Ytterligare studier är nödvändiga för att undersöka exosom-autofagi-regleringsmekanismen för PIPs involverade i hög glukosstimulering.

Som budbärare har exosomer en viktig roll i intracellulär signalering och funktionella förändringar i utvecklingen av DKD [36, 37, 38]. Vi fluorescensmärkt HK-2-celler-frisatta exosomer och demonstrerade deras parakrina upptag av GMC. Jämfört med deras moderceller har exosomer en speciell sammansättning, vilket gör dem mer stabila och funktionella på grund av det rika kolesterolet, sfingolipider, mättade fosfolipider och lipidflottdomäner [39]. Även små förändringar i lipidsammansättningen kan påverka membranets egenskaper och därmed ha stor effekt på dess funktion. I den aktuella studien fann vi att TAG, PC och CL minskade signifikant i exosomer jämfört med HK-2 moderceller, medan 13 arter av lipider inklusive LPA18:2, LPI22:5, PG32:2, FFA16: 1, GM3 d18:1/18:1, GM3 d18:1/20:1, GM3 d18:{{30}}/20:0, PC40: 6p, TAG52:1(18:1), TAG52:0(18:0), CE-20:5, CE-20:4, CE-22:6 upptäcktes endast i exosomer. Det arbete som presenteras här ger en grund för ytterligare analys av de parakrina rollerna för exosomer som frisätts av tubulära celler.

Cistanche pulver

Slutsatser

Sammanfattningsvis visade vår studie vikten av lipidomikanalys för att tillhandahålla nya mål för att utforska patogenesen av DKD. Ytterligare studier om funktionen av de differentiellt uttryckta lipiderna såväl som de omfattande lipidstudierna på andra celler i nefronet och deras exosomer kan ge ett nytt perspektiv som ytterligare skulle belysa mekanismen för DKD.

Referenser

1. Stephanie Eid, Kelli M. Sas, Steven F. Abcouwer, Eva L. Feldman, Thomas W. Gardner, Subramaniam Pennathur. et al. Nya insikter om mekanismerna för diabetiska komplikationer: lipiders roll och lipidmetabolism. Diabetologia. 2019; 62(9): 1539-49.

2. Krisztian Stadler, Ira J. Goldberg, Katalin Susztak. Den utvecklande förståelsen av lipidmetabolismens bidrag till diabetisk njursjukdom. Curr Diab Rep. 2015; 15(7): 40.

3. Michal Herman-Edelstein, Pnina Scherzer, Ana Tobar, Moshe Levi, Uzi Gafter. Förändrad renal lipidmetabolism och renal lipidackumulering vid human diabetisk nefropati. J Lipid Res. 2014; 55(3): 561-72.

4. G Michelle Ducasa, Alla Mitrofanova, Alessia Fornoni. Överhörning mellan lipider och mitokondrier vid diabetisk njursjukdom. Curr Diabetes Rep. 2019; 19:144.

5. Kerri J. Grove, Paul A. Voziyan, Jeffrey M. Spraggins, Suwan Wang, Paisit Paueksakon, Raymond C. Harris. et al. Diabetisk nefropati inducerar förändringar i de glomerulära och tubulära lipidprofilerna. J Lipid Res. 2014; 55(7): 1375-85.

6. Kelli M. Sas, Jiahe Lin, Thekkelnaycke M. Rajendiran, Tanu Soni, Viji Nair, Lucy M. Hinder. et al. Delade och distinkta lipid-lipid-interaktioner i plasma och påverkade vävnader i en diabetisk musmodell. J Lipid Res. 2018; 59(2): 173-83.

7. Joseph V. Bonventre. Kan vi rikta in oss på tubulär skada för att förhindra försämrad njurfunktion vid diabetes? Semin Nephrol. 2012; 32(5): 452-62.

8. Bi-Cheng Liu, Tao-Tao Tang, Lin-Li Lv, Hui-Yao Lan. Njurtubulusskada: en drivkraft mot kronisk njursjukdom. Kidney International. 2018; 93(3): 568-79.

9. Nina Pettersen Hessvik, Alicia Llorente. Aktuell kunskap om exosom biogenes och frisättning. Cell Mol Life Sci. 2018; 75(2): 193-208.

10. Leila Salimi, Ali Akbari, Nassrollah Jabbari, Behnam Mojarad, Ali Vahhabi, Sławomir Szafert. et al. Synergier i exosomer och autofagivägar för cellulär homeostas och metastasering av tumörceller. Cell Biosci. 2020; 10:64.

11. Suresh Mathivanan, Hong Ji, Richard J. Simpson. Exosomer: extracellulära organeller viktiga i intercellulär kommunikation. J Proteomics. 2010; 73(10): 1907-20.

12. Maja Kosanović, Alicia Llorente, Sofija Glamočlija, José M. Valdivielso, Milica Bozic. Extracellulära vesiklar och njurfibros: en odyssé mot ett nytt terapeutiskt tillvägagångssätt. Int J Mol Sci. 2021; 22(8): 3887.

13. Lin-Li Lv, Ye Feng, Min Wu, Bin Wang, Zuo-Lin Li, Xin Zhong. et al. Exosomal miRNA-19b-3p av tubulära epitelceller främjar M1-makrofageraktivering vid njurskada. Celldöd skiljer sig åt. 2020; 27(1): 210-26.

14. Raghu Kalluri, Valerie S. LeBleu. Exosomers biologi, funktion och biomedicinska tillämpningar. Vetenskap. 2020; 367(6478): eaau6977.

15. Jieli Lu, Sin Man Lam, Qin Wan, Lixin Shi, Yanan Huo, Lulu Chen. et al. Riktad lipidomik med hög täckning avslöjar nya serumlipidprediktorer och dysreglering av lipidvägar före typ 2-diabetes hos normoglykemiska kinesiska vuxna. Diabetesvård. 2019; 42(11): 2117-26.

16. Sin Man Lam, Raoxu Wang, Huan Miao, Bowen Li, Guanghou Shui. En integrerad metod för direkt undersökning av sfingolipidhomeostas i hjärtat och hjärnvävnaden hos möss genom postnatal utveckling fram till reproduktiv åldrande. Anal Chim Acta. 2018; 1037: 152-58.

17. Sin Man Lam, Zehua Wang, Jie Li, Xun Huang, Guanghou Shui. Sekvestrering av fleromättade fettsyror i membranfosfolipider av Caenorhabditis elegans dauer larva dämpar eikosanoidbiosyntesen för förlängd överlevnad. Redox Biol. 2017; 12: 967-77.

18. Masako Nishikawa, Makoto Kurano, Takahiro Nitta, Hirotaka Kanoh, Jin-ichi Inokuchi, Yutaka Yatomi. Serumnivåer av GM3(d18:1-16:0) och GM3(d18:1-24:1) kan vara associerade med lymfom: En explorativ studie med hematologiska sjukdomar. Sci Rep. 2019; 9: 6308.

19. Takashige Sato, Yutaka Nihei, Masakazu Nagafuku, Seiichi Tagami, Rina Chin, Mitsunobu Kawamura. et al. Cirkulerande nivåer av gangliosid GM3 vid metabolt syndrom: En pilotstudie. Obes Res Clin Pract. 2008; 2(4): 231-38.

20. Biyu Hou, Ping He, Peng Ma, Xinyu Yang, Chunyang Xu, Sin Man Lam. et al. Omfattande lipidomprofilering av njuren i tidigt stadium av diabetisk nefropati. Front Endocrinol (Lausanne). 2020; 11:359.

21. Anela Novak, Nikolina Režić Mužinić, Vedrana Cikeš Čulić, Joško Božić, Tina Tičinović Kurir, Lejla Ferhatović. et al. Njurfördelning av gangliosid GM3 i råttmodeller av typ 1 och 2 diabetes. J Physiol Biochem. 2013; 69: 727-35.

22. Dong Hoon Kwak, Young Il Rho, Oh Deog Kwon, Seon Ho Ahan, Ju Hung Song, Young Kug Choo. et al. Minskning av gangliosid GM3 i streptozotocin-inducerade diabetiska glomeruli hos råttor. Life Sci. 2003; 72(17): 1997-2006.

23. Yong Chen, Jie Qin, Zheng W. Chen. Fluorescens-topografisk NSOM visualiserar direkt topp-dalpolariteter för GM1/GM3-flottar i cellmembranfluktuationer. J Lipid Res. 2008; 49(10): 2268-75.

24. Pia Welker, Alexandra Böhlick, Kerim Mutig, Michele Salanova, Thomas Kahl, Hartmut Schlüter. et al. Renal Na plus -K plus -Cl- -samtransportöraktivitet och vasopressininducerad trafficking är lipidflottaberoende. Am J Physiol Renal Physiol. 2008; 295(3): F789-F802.

25. Sangeeta Kumari, Ajeet Singh. Urinary Exosomal lipidomics avslöjar markörer för diabetisk nefropati. Aktuell Metabolomics. 2018; 6: 131-39.

26. Alexander V. Panov, Sergey I. Dikalov. Kardiolipin, per hydroxylradikaler och lipidperoxidation vid mitokondriell dysfunktion och åldrande. Oxid Med Cell Longev. 2020; 2020: 1323028.

27. Giuseppe Paradies, Valeria Paradies, Francesca M. Ruggiero, Giuseppe Petrosillo. Kardiolipins roll i mitokondriell funktion och dynamik i hälsa och sjukdom: molekylära och farmakologiska aspekter. Celler. 2019; 8(7): 728.

28. Edgard M Mejia, Hieu Nguyen, Grant M Hatch. Kardiolipinbiosyntes från däggdjur. Chem Phys Lipids. 2014; 179: 11-6.

29. G. Michelle Ducasa, Alla Mitrofanova, Shamroop K. Mallela, Xiaochen Liu, Judith Molina, Alexis Sloan. et al. ATP-bindande kassett A1-brist orsakar kardiolipindriven mitokondriell dysfunktion i podocyter. J Clin Invest. 2019; 129(8): 3387–400.

30. Alejandra Guillermina Miranda-Díaz, Ernesto Germán Cardona-Muñoz, Fermín Paul Pacheco-Moisés. Kardiolipins roll och mitokondriell skada vid njurtransplantation. Oxid Med Cell Longev. 2019; 2019: 3836186.

31. Guanshi Zhang, Jialing Zhang, Rachel J. DeHoog, Subramaniam Pennathur, Christopher R. Anderton, Manjeri A. Venkatachalam. et al. DESI-MSI och METASPACE indikerar lipidavvikelser och förändrade mitokondriella membrankomponenter i diabetiska njurproximala tubuli. Metabolomics. 2020; 16(1): 11.

32. Johan-Owen De Craene, Dimitri L. Bertazzi, Séverine Bär, Sylvie Friant. Fosfoinositider är viktiga aktörer i membranhandel och lipidsignaleringsvägar. Int J Mol Sci. 2017; 18(3): 634.

33. Kay O. Schink, Kia-Wee Tan, Harald Stenmark. Fosfoinositider i kontroll av membrandynamik. Annu Rev Cell Dev Biol. 2016; 32: 143-71.

34. Tore Skotland, Nina P. Hessvik, Kirsten Sandvig, Alicia Llorente. Exosomal lipidsammansättning och rollen av eterlipider och fosfoinositider i exosombiologi. J Lipid Res. 2019; 60(1): 9-18.

35. Nina Pettersen Hessvik, Anders Øverbye, Andreas Brech, Maria Lyngaas Torgersen, Ida Seim Jakobsen, Kirsten Sandvig. et al. PIKfyve-hämning ökar exosomfrisättning och inducerar sekretorisk autofagi. Cell Mol Life Sci. 2016; 73: 4717-37.

36. Margherita AC Pomatto, Chiara Gai, Benedetta Bussolati, Giovanni Camussi. Extracellulära vesiklar i njurpatofysiologi. Front Mol Biosci. 2017; 4:37.

37. Xiaoming Wu, Yanbin Gao, Liping Xu, Wanyu Dang, Huimin Yan, Dawei Zou. et al. Exosomer från högglukosbehandlade glomerulära endotelceller utlöser epitel-mesenkymal övergång och dysfunktion av podocyter. Sci Rep. 2017; 7: 9371.

38. Xiao-ming Wu, Yan-bin Gao, Fang-qiang Cui, Na Zhang. Exosomer från högglukosbehandlade glomerulära endotelceller aktiverar mesangialceller för att främja njurfibros. Biol Open. 2016; 5(4): 484-91.

39. Tore Skotland, Kirsten Sandvig, Alicia Llorente. Lipider i exosomer: Aktuell kunskap och vägen framåt. Prog Lipid Res. 2017; 66: 30-41.

Weidong Wang, Tingting Li, Zhijie Li, Hongmiao Wang, Xiaodan Liu

Department of Nephrology, The First Affiliated Hospital of China Medical University, 155 North Nanjing Street, Shenyang, Liaoning, PR Kina, 110001