Utvärdera antioxidanter, blekning och antiaging egenskaper hos risproteinhydrolysat

Kontakt:joanna.jia@wecistanche.com/ WhatsApp: 008618081934791

Hui-Ju Chen 1,2, Fan-Jhen Dai 2, Cheng-You Chen 3, Siao-Ling Fan 2, Ji-Hong Zheng 4, Yu-Chun Huang 2, Chi-Fai Chau 1, Yung-Sheng Lin 3, 4,5,* och Chin-Shuh Chen 1,*

Abstrakt:Växthärledda proteinhydrolysat har potentiella tillämpningar inom näring. Risproteinhydrolysat (RPH), en utmärkt källa till proteiner, har uppmärksammats för utvecklingen av kosmetika. Men få studier har rapporterat den potentiella tillämpningen av RPH-inanalys, och denna studie undersökte derasantioxidantaktiviteter och de hämmande aktiviteterna hos hudåldrande enzymer. Resultaten visade att de totala fenol- och flavonoidkoncentrationerna var 2.06 ± 0,13 mg gallussyraekvivalent/g RPH och 25,96 ± 0,52 µg quercetinekvivalent/g RPH, respektive. RPH visade dosberoende aktivitet för att avlägsna fria radikaler från 1,1-difenyl-2-picrylhydrazyl [halvmaximal hämmande koncentration (IC50)=42,58 ± 2,1 mg/g RPH] och 2 ,20-azino-bis (3-etylbensotiazolin-6-sulfonsyra) (IC50=2.11 ± 0.88 mg/g RPH), dosberoende reduktionskapacitet (6.95 ± 1.40) mg vitamin C-ekvivalent/g RPH) och syreradikalabsorbanskapacitet (473 µmol Trolox-ekvivalent/g RPH). Koncentrationerna av RPH-lösningen som krävs för att uppnå 50 procents hämning av hyaluronidas ochtyrosinasaktiviteterna bestämdes till 8,91 respektive 107,6 mg/ml. Denna studie visade att RPH harantioxidant, antihyaluronidas och antityrosinasaktiviteter för framtida kosmetiska tillämpningar.

Nyckelord:risproteinhydrolysat;antioxidant; hyaluronidas;tyrosinas; kosmetisk

cistancheblekningeffektpå huden tillantioxidation

1. Introduktion

Exponering för ultraviolett strålning är ansvarig för fotoåldring (eller yttre åldrande); i kontrast, är reaktiva syrearter som produceras i cellmetabolism och försämring av biologiska funktioner ansvariga för inneboende åldrande [1,2]. Bearbetade livsmedel innehåller ofta naturligaantioxidantersåsom katekiner, askorbinsyra, tokoferoler, rosmarinsyra och fenolextrakt från olika växter. Forskning som utförs på naturliga antioxidanter tar nu hänsyn till otraditionella härkomster. Naturligt hämtadeantioxidanterär mer önskvärda än kemiskt framställdaantioxidantereftersom vissa syntetiska antioxidanter har rapporterats vara cancerframkallande [3]. Ris (Oryza sativa) är en viktig kost för människor över hela världen, särskilt de som bor i Asien. Jordens årliga risproduktion är cirka 741 miljoner ton [4]. I asiatiska länder är ris enligt uppgift källan till 75 procent av energiintaget för över 2 miljarder människor [5]. Den omfattande risproduktionen resulterar i en motsvarande mängd biproduktproduktion. Restprodukten från risproduktionsprocessen innehåller huvuddelen av spannmålets protein (~60–85 procent) men slängs eller används för att utfodra djur [6–8]. Peptider erhållna från olika proteinhydrolysat verkar enligt uppgift som potentialantioxidanter[9]. Naturliga och ogiftiga antioxidanter kan därför potentiellt extraheras från livsmedelsproteinhydrolysat. Många forskare har använt lipidrika modeller och rapporterat proteinhydrolysat samt mjölk-, zein- och sojaproteinpeptider för att ha avgörande antioxidantegenskaper, inklusive rensning av fria radikaler, hämning av mat och in vitro lipidperoxidation och kelatbildning av övergångsmetaller [10– 12].

Hyaluronsyra (HA) hjälper till att föryngra huden eftersom den ökar viskositeten, innehåller fukt och gör extracellulära vätskor mindre genomsläppliga. På grund av sin utmärkta vattenhållande förmåga ökar HA hudens ungdomlighet, återfuktning och jämnhet och minskar graden av rynkor [13,14]. Tyvärr minskar nivån av HA i huden naturligt med åldern. Hyaluronidas är ett enzym som förstör HA, vilket orsakar förlust av hudens styrka, flexibilitet och fukt, vilket i sin tur leder till hudens åldrande. Därför kan rynkor behandlas genom att hämma hyaluronidas och bibehålla HA-innehållet i huden [15,16]. Det melaninproducerande enzymettyrosinasbidrar väsentligt till det hastighetsbegränsande steget i processen genom vilken melanin produceras. Därför behandlas pigmenteringsstörningar vanligtvis och hudens ljusare uppnås genom att hämma eller nedregleratyrosinasaktivitet [17,18].

I flera studier har spannmålsproteinhydrolysat och de peptider som kan erhållas från dem upptäckts ha antioxidanter, antihypertensiva och antitumoraktiviteter [19,20]. De positiva bidragen till människors hälsa av peptider och proteiner från livsmedel erkänns gradvis [21]. Konsumenter kräver alltmer att kosmetika- och hälsovårdsindustrin använder naturliga bioaktiva föreningar. Risproteinhydrolysat (RPH) har väckt uppmärksamhet som en utmärkt källa till proteiner. Men få studier har rapporterat karaktärisering och funktionell analys av RPH. Därför utvärderade denna studie antioxidantaktiviteten och hyaluronidas ochtyrosinas-inhiberande aktiviteter av RPH.

2. Resultat och diskussion

2.1. Total fenolkoncentration (TPC) och total flavonoidhalt (TFC)

Standarden i TPC-analysen var gallussyra med flera koncentrationer. Högre absorption indikerade en högre TPC. TPC för RPH-proverna erhölls genom att mata in RPH-provernas optiska absorbansvärden i gallussyrakalibreringskurvan. Genom att plotta RPH-koncentrationen mot fenolkoncentrationen (Figur 1a), erhölls en genomsnittlig TPC på 2.06 ± 0.13 mg GAE/g RPH. En TFC på 25,96 ± 0.52 µg QE/gRPHs erhölls genom att följa en liknande procedur (Figur 1b). Figur 1c relaterar vidare TPC och TFC för RPH-proverna. Det avslöjar att förhållandet mellan TPC och TFC kan uttryckas som y=0.0121x plus 0,0659, där x och y är TPC respektive TFC.

TPC för RPHs inkluderade koncentrationerna av fenoliska aminosyror och fenolföreningar av peptiderna. Interaktion mellan protein och fenolföreningar involverar i allmänhet kovalent och icke-kovalent bindning. Fenolföreningar frigörs under enzymatisk hydrolys. Specifika enzymer kan ha störst förmåga att förstöra protein-polyfenolkomplex; detta resulterar i att ett större antal fenoliska föreningar och peptider med fenolgrupper, såsom tyrosin, frisätts [22]. En stark korrelation har rapporterats mellan den totala polyfenolhalten i korn och deras biologiska aktivitet. Polyfenoler är välkända för att ha starka antioxidantaktiviteter [23]. Även om terpener [24] eller seskviterpener [25] i ris finns i mindre mängd, kan de också bidra till antioxidantaktiviteter.

2.2. Aktivitet av antioxidanter

2.2.1. Radical Scavenging Activity of DPPH Free Radicals

Figur 2 visar DPPH-aktiviteten för att avlägsna fria radikaler i RPH-lösningen. En högre koncentration av lösningen upptäcktes resultera i högre aktivitet. Den halva maximala hämmande koncentrationen (IC50), som är den extraktkoncentration för vilken hälften av alla DPPH-fria radikaler kan avlägsnas, var 42,58 ± 2,1 mg/ml rispeptider.

2.2.2. Rengörande aktivitet av ABTS fria radikaler

RPHs ABTS-friradikalfångande aktivitet, illustrerad i figur 3, var högre när en högre extraktkoncentration användes. IC50 var 2,11 ± 0,88 mg/ml rispeptider. Detta resultat indikerade att RPH hade en stark ABTS-aktivitet för att avlägsna fria radikaler. De svavelhaltiga aminosyrorna, inklusive Met och Cys, och hydrofoba aminosyror, inklusive Ala, Val, Ile, Leu, Met, Cys, Tyr, Phe, Try och Pro, kan vara viktiga faktorer med avseende på den fria ABTS-radikalen rensande aktivitet.

I den här studien var IC50-värdet för ABTS-friradikalfångande aktivitet lägre än DPPH-aktiviteten för fria radikaler, vilket överensstämmer med resultaten från Jatropha curcas L. fröskal och kärna [28] och fruktkött från jujube och skal [29]. Detta fynd motsvarar också rapporten om riskliproteinhydrolysat med 43,98–66,25 µmol Trolox-ekvivalent/g prov och 403,28–430,12 µmol Trolox-ekvivalent/g prov för DPPH-fri radikalfångande aktivitet respektive ABTS-fri radikalfångande aktivitet [27].

En möjlig orsak är skillnaden i löslighet mellan DPPH fri radikal (oljelöslig) och ABTS fri radikal (olja/vattenlöslig) [30,31]. Antioxidantpotentialen hos riskliproteinhydrolysat påverkades av dess molekylviktsprofil, aminosyrasammansättning och hydrofobicitet [32].

2.2.3. Reduktionskapacitet

Resultaten från analysens reduktionskapacitet för RPH presenteras i figur 4. Reduktionskapaciteten ökade med RPH-koncentrationen. Reduktionskapaciteten var 6,95 ± 1,40 mg VCE/g RPH, vilket indikerar att RPH är en effektiv antioxidant.

2.2.4. Oxygen Radical Absorbance Capacity (ORAC)

ORAC-analysen har fördelar jämfört med andra metoder för bestämning av antioxidantaktivitet, inklusive de använda reaktanterna är peroxiradikaler med en liknande reaktionsmekanism och redoxpotential som fysiologiska oxidanter; den totala laddning och protonationstillstånd med vilkenantioxidanterreaktioner liknar de i människokroppen [33]. ORAC-metoden har också biologisk relevans för antioxidanters effektivitet i människokroppen. Figur 5 visar resultaten av ORAC-analys av RPH och Trolox-standarden i olika koncentrationer. ORAC härleddes från regressionsekvationen för kalibreringskurvan som relaterar netto-AUC till Trolox-koncentrationen. Resultaten visade att RPH hade en ORAC på 473 µmol TE/g RPH.

Antioxidantpeptider eller aminosyror kan erhållas genom enzymatisk proteinhydrolys, vilket resulterar i mycket aktiva mot oxidanter [34]. Metalljonkelering, lipidperoxidationshämning och fria radikaler från biologiskt aktiva peptider är ansvariga för deras antioxidantaktivitet. Fria radikaler kan släckas och uttrycket av oxidativt stressreducerande proteiner och enzymer kan uppregleras av antioxidantpeptider. Antioxidanteffekten av proteinhydrolysat och peptider är enligt uppgift beroende av sekvensen av aminosyror och storleken på peptiden, som påverkas av hydrolysförhållandena, proteinkällan och typen av proteas [35]. Enligt Adebiyi et al. [36] kan det största smältbara riskliproteinet brytas upp i mindre bitar av subtilisin, vilket resulterar i högre proteinutbyte och innehåll. Ett hydrolysats TPC och antioxidantaktivitet kan påverkas av enzymernas specificitet. Därför kan antioxidantaktiviteten hos en peptid påverkas av proteinkällans egenskaper, enzymets specificitet och nivån av hydrolys [37].

Det finns många rapporter som använder proteaser (såsom Alcalase, ett kommersiellt namn på asubtilisin A från Bacillus-arter) för att hydrolysera växthärledda proteiner för att erhålla antioxidantpeptider. I detta avseende är sojaprotein ett av de mest rapporterade proteinerna [38]. Dessutom hittas även alkalashydrolys av riskliprotein. Under optimala förhållanden producerade alkalashydrolys av glutinöst riskli proteinhydrolysat med IC50-värdet på 0.87 ± 0.02 mg/ml vid DPPH-friradikalrening [39]. I vår studie var IC50-värdet för RPHs 42,58 ± 2,1 mg/ml. Även om IC50-värdet i DPPH-rening av fria radikaler i den här studien inte var lika effektivt som det från riskliprotein, var ABTS-rening av fria radikaler (IC50=2.11 mg/ml) effektivare än sojaproteinhydrolysat som erhållits genom Alkalashydrolys ( IC50=2.93 mg/ml) [40].

2.3. Hyaluronidashämmande aktivitet

Ett proteolytiskt enzym, hyaluronidas, finns i dermis och katalyserar nedbrytningen av HA i den extracellulära matrisen [41]. Denna studie använde garvsyra som en positiv kontroll för jämförelseändamål. Figur 6 visar att garvsyra hade en hämning av högre hyaluronidasaktivitet; IC50 var 0.14 mg/ml, liknande värdet som erhölls av Nishida et al. (0,121 mg/ml; 71,1 mM) [42]. Däremot beräknades en IC50 på 8,91 mg/ml för RPH-lösningen. Detta resultat av RPH-lösningen motsvarade vårt tidigare IC50-värde, 7,61 mg/ml [43]. Proteiner, polysackarider och växtursprungande och syntetiska föreningar är bland de föreningar i vilka hyaluronidaseinhibitorer finns. Dessa hämmare hjälper till att upprätthålla balansen mellan HA-syntes och nedbrytning [44]. Låg HA-koncentration i huden resulterar i torrhet och rynkor. Därför är hämning av hyaluronidasaktivitet en väg genom vilken hudens morfologi kan förbättras och dess åldrande försenas.

2.4. Tyrosinashämmande aktivitet

Proteinhydrolysat från naturliga källor har potential att hämmatyrosinasaktivitet. In vitro tyrosinashämningstestet används vanligtvis för att utvärdera hur hudblekningsmedel direkt påverkar tyrosinasaktiviteten [45]. Genom att delta i det hastighetsbegränsande melaninsyntessteget katalyserar tyrosinas L-tyrosinhydroxylering till L-DOPA och sedan oxidationen av den senare till o-dopakinon. När det är önskvärt att förhindra biosyntesen av melanin, kan hämning av L-tyrosinasaktivitet vara avgörande. Här,tyrosinasanvändes för att mäta RPH-antityrosinasaktivitet. Som visas i figur 7 uppnådde koncentrationen107,6 mg/ml 50 procent hämning av tyrosinasaktivitet. Askorbinsyra uppvisade högtyrosinashämmande aktivitet (IC50=0.098 mg/ml), vilket var liknande de 0,102 mg/ml som Seo et al. rapporterade [46].

Riskliproteinhydrolysat uppvisade signifikant högatyrosinas-hämmande aktivitet [47,48]. Den tyrosinashämmande aktiviteten hos RPH-lösningen kan härröra från peptidernas aminosyraprofiler. Schurink et al. beskrev det effektivttyrosinas-hämmande peptider består av argininrester och fenylalanin [49]. Tyrosinashämmande aktivitet kan förbättras av hydrofoba aminosyrarester (t.ex. alanin), och produktionen av melanin kan störas av alanin [50]. Dessutom har Zhang et al. rapporterade också att risproteinhydrolysat kunde minska melaninhalten och tyrosinasaktiviteten i den UVB-inducerade cellmodellen [51].

cistanche bodybuilding

2.5. Aminosyraprofiler och MW för RPH

Risets proteininnehåll efter avlägsnande av stärkelse i föreliggande studie var 23,56 viktprocent, och hydrolysgraden av provet hydrolyserat med proteas var 9,36 procent. Tabell 1 beskriver sammansättningen av aminosyror i RPH:erna. I provet innehöll varje 100 g 5,18 g aminosyror. När det gäller aminosyrakomponenterna var RPH: er rika på alanin, leucin, arginin, glutaminsyra och asparaginsyra. Varje 100 g av provet innehöll totalt 1,73 g hydrofoba aminosyror (alanin, valin, leucin, isoleucin, prolin, fenylalanin och cystein). Detta resultat skilde sig helt från vår tidigare rapport [43] i amylaslösningen och dess behandlingstemperatur för att avlägsna stärkelse. Innehållet av hydrofoba aminosyror var 1,90 gånger högre än vår tidigare rapport. Den lägre behandlingstemperaturen (60 ◦C) i denna studie kan förhindra denaturering av proteiner i större mängder, så att aktiviteten av aminosyror kan bevaras bättre. Dessutom erhålls en liknande slutsats också från andra svampamylas och glukoamylas för att försockra stärkelse i vitt riskli [52].

Forskning har funnit att hydrofoba aminosyror liknarantioxidantergenom att höja den lipidbaserade lösligheten i proteinhydrolysat och peptider från olika proteinkällor, vilket främjar interaktionen med fria radikaler [38,53]. Vissa aminosyror rapporterades av Chen et al. [54] i allmänhet varaantioxidanter; de nämnda syrorna inkluderade tryptofan, cystein, metionin, tyrosin och histidin. I den aktuella studien omfattade aromatiska aminosyror (fenylalanin, tyrosin och tryptofan) 0.53 g/100 g RPH. Därför var dessa peptid-ursprungliga aminosyror troligen ansvariga för RPHs antioxidantaktivitet.

Dessutom har proteiner som hydrolyseras till kortare peptider en annan MW-fördelning, och vissa hydrofoba grupper veckade i det inre av de kompletta naturliga proteinmolekylerna exponeras vanligtvis för vattenfasen. Detta är relaterat till att proteinmolekylerna är strukturellt omarrangerade och därför till proteinets funktionella egenskaper [55,56]. Tricin-SDS-PAGE-data indikerade att MW för RPH var i intervallet 5–35 kDa (Figur 8a).

Figur 8b visar det relativa innehållet av olika MW i RPH. Totalt sett var 45,24 procent av allt protein i huvudbandet (MW ≈ 2,4 kDa). Liknande resultat erhölls beträffande riskliproteinhydrolysatens peptid. Den högsta antioxidantaktiviteten erhållen av Thamnarathip et al. [37] var det för peptider med MW=6–50 kDa. Dessutom finns det samband mellan proteinhydrolysatens funktion och MW-fördelningen och sammansättningen av aminosyror [57]. Detta förklarar antioxidantaktiviteten hos RPH:er som observeras i denna studie.

2.6. Celltoxicitetstest

Låg celltoxicitet krävs för framtida tillämpningar. För att utvärdera cytotoxiciteten och biokompatibiliteten hos RPH mättes cellviabiliteten för råa 264,7-celler i RPH-lösning med MTT-metoden. Som visas i figur 9 var cellviabiliteten över 100 procent när den behandlades med 25–2000 µg/mL RPH under 24 timmar och 48 timmar. Resultaten indikerar den anmärkningsvärt låga cytotoxiciteten hos RPH. Därför kan RPH potentiellt användas som kosmetiska applikationer med mycket låg cytotoxicitet.

3. Material och metoder

3.1. Reagens

Järn(III)klorid, 2,20-azino-bis(3-etylbensotiazolin-6-sulfonsyra) (ABTS), Trolox(6-hydroxi-2,5 ,7,8-tetrametylkroman-2-karboxylsyra), l-3,4-dihydroxifenylalanin(L-DOPA), 1,1-difenyl-2- picrylhydrazyl (DPPH) och triklorättiksyra förvärvades från Alfa Aesar (Tewksbury, MA, USA). 2,20-azobis(2-metylpropionamidin) dihydroklorid (AAPH), Folin-Ciocalteus fenolreagens, gallussyra, askorbinsyra, svamptyrosinasNatriumkarbonat erhölls från Riedel-de Haën (Seelze, Tyskland). Slutligen erhölls kaliumferricyanid, natriumvätefosfat och natriumdivätefosfat från Showa Chemical (Tokyo, Japan).

3.2. Beredning av RPH

RPH:er framställdes som tidigare beskrivits, förutom att svampamylas användes för att försockra stärkelsen i rismjöl, vilket undviker skador på aminosyror orsakade av bakterialamylashydrolys vid höga temperaturer [43,58]. Hundra gram rismjöl blötlades i 1000 ml destillerat vatten innehållande 0,5 procent svampamylas (Genencor, NY, USA); blandningen upphettades därefter i 24 timmar till 60 ◦C ( pH 4,2), varefter den fick svalna till rumstemperatur. Centrifugering utfördes under 10 minuter vid 1968 x g för att avlägsna den återstående supernatanten. Efter att 20-faldigt vatten och 2 ml 0,1 procent hydrolytiskt proteas (Healthmate, Changhua, Taiwan) tillsatts till den olösliga delen, skakades lösningen och inkuberades i 4 timmar vid 55 ◦C. pH-statmetoden användes för att bibehålla lösningens pH på optimal nivå, och 85 ◦C uppvärmning utfördes sedan under 10 min forenzyminaktivering. Den återstående olösliga fraktionen avlägsnades genom centrifugering i 15 minuter vid 3075 x g. Lyofilisering utfördes på supernatanten, som sedan förvarades vid -20 ◦C före användning.

3.3. Antioxidantaktiviteter av RPH

3.3.1. Total fenolkoncentration (TPC)

Folin-Ciocalteu-metoden för att upptäcka TPC för RPH användes [59]. Först blandades 200 µL Folin-Ciocalteus fenolreagens (0,3M) jämnt under 5-min skakning med 200 µL RPH-lösning, och till denna blandning sattes 400 µL avjoniserat (DI) vatten och 200 µL 10 % (vikt/volym) natriumkarbonatlösning. Den blandade lösningen genomgick 60 minuters inkubation i mörker vid rumstemperatur. Den centrifugerades sedan under 15 min vid 3000 rpm. Mätningen använde 100 µL supernatant. För att bestämma TPC (enhet: mg) för gallussyraekvivalenten (GAE) per gram torrt RPH-prov (enhet: mg GAE/g RPH), matades de optiska absorbansdata in i en standardkurva som representerade gallussyra. Absorbansen erhölls vid 700 nm med användning av EpochMicroplate Spectrophotometer (BioTek, VT, USA).

3.3.2. Totalt flavonoidinnehåll (TFC)

TFC erhölls enligt metoden av Wathoni et al. med mindre ändringar [60]. Först blandades 500 µL vardera av provet och 2 procent (vikt/volym) aluminiumkloridlösning. Reaktionslösningen blandades noggrant och lämnades i 10 min, och absorbansen vid 415 nm utvärderades. Resultatet rapporteras i mikrogram quercetinekvivalent (QE) per gram av det torra RPH-provet (µg QE/g RPH).

cistanche bodybuilding

3.3.3. DPPH Free Radical Scavenging Activity

Först blandades 198 µM DPPH-etanollösning (50 µL) och RPH-lösningen eller DI-vatten (0,5 µL; provet respektive kontroll) och fick sedan stå i 30 minuter i mörker vid rumstemperatur. Lösningens absorbans vid 517 nm erhölls därefter. Relativ rensningsaktivitet beräknades genom att bestämma absorbansskillnaden mellan provet och kontrollen. Hög DPPH-fångande aktivitet av fria radikaler återspeglades av låg optisk absorbans. I RPH-lösningens DPPH-utvärdering av friradikalfångande aktivitet var standarden som användes vitamin C [61–63].

3.3.4. Rengörande aktivitet av ABTS fria radikaler

Tillvägagångssättet som rapporterats av Wu et al. användes för att utvärdera RPH-lösningens antioxidantaktivitet [64]. Först reagerades 7 mM ABTS-stamlösning (250 µL) med 2,45 mM kaliumpersulfat (250 µL) för att ge ABTS fri radikalkatjon (ABTS• plus ), varvid blandningen hölls i 16 timmar vid 4 ◦C i mörker innan den användes. Efter jämvikt i mörker vid rumstemperatur användes 0,1 M fosfatbuffrad saltlösning (PBS; pH 7,4) för att späda lösningen till 0,70 ± 0,02 absorbans vid 734 nm. Sedan tillsattes 20 µL Trolox (positiv kontroll) eller RPH-lösningen (prov) till 180 µL utspädd ABTS-lösning. Blandningen utsattes sedan för 10 min inkubation vid rumstemperatur. Denna studie bestämde den optiska absorbansen vid 734 nm; lägre absorbans motsvarade högre ABTS-aktivitet för att avlägsna fria radikaler. Standarden som användes för att bedöma RPH-lösningens ABTS-friradikalfångande aktivitet var antioxidanten Trolox.

3.3.5. Reduktionskapacitet

Den ferri-reducerande antioxidanteffektanalysen användes för att bestämma RPH-lösningens totala antioxidantaktivitet. Som rapporterats av Lin et al. [29], RPH-lösningen (200 µL) blandades enhetligt med 1 procent (vikt/volym) K3Fe(CN)6 och 0,2 M PBS-buffert (pH 6,6; 100 µL vardera) Under 20 minuter användes ett 50 ◦C vattenbad för att värma blandningen; efter avlägsnande av blandningen från badet kyldes den snabbt under 3 min. Därefter utfördes en tillsats av 10 procent (vikt/volym) triklorättiksyra (100 µL) och 10-min centrifugering vid 3000 rpm. Detta följdes av extraktion av supernatanten (400 µL) och dess enhetliga blandning med 0. 1 procent (vikt/volym) FeCl3 (100 µL) och DI-vatten (400 µL). Fe4[Fe(CN)6]3 erhölls genom 10-min reaktion av denna blandning i mörker. Därefter indikerade en högre optisk absorbans (mätt vid 700 nm) högre reduktionskapacitet. Standard-vitamin C användes för att bestämma C-vitamin-ekvivalenthalten (VCE) per gram RPH.

3.3.6. Oxygen Radical Absorbance Capacity (ORAC)

Denna studie erhöll ORAC genom att modifiera en tidigare rapporterad metod [65]. Efter upplösning av RPH-provet i destillerat vatten blandades RPH-lösningen (50 µL) med fluorescein (10 µM) i en 96-brunnsmikrotiterplatta. Lösningen genomgick 15-min inkubation vid 37 ◦C följt av tillsats av 50 µL AAPH (500 mM). Var 5:e minut och över totalt 120 minuter registrerades fluorescensen (λex och λem=485 respektive 528 nm). Antioxidantkapaciteten hos RPH upptäcktes från kinetiken för fluorescensavklingning genom att beräkna arean under kurvan (AUC) ). Vid beräkning av RPH ORAC var standarden 15–250 µM Trolox. ORAC rapporteras som mikromol Trolox-ekvivalent (TE) pergram torrt RPH-prov (µmol TE/g RPH).

3.4. Hyaluronidashämmande aktivitet

Hyaluronidashämningstestet utfördes med en {{0}}brunnsmikroplatta och en tidigare rapporterad metod med små modifieringar [40]. N-acetylglukosamin frisattes genom att reagera hyaluronidas med HA-substratet. I närvaro av någon hämmare reducerades frisättningen av N-acetylglukosamin, varvid denna frisättning detekterades genom att erhålla absorbansen 600-nm. HA fälldes ut med sur albuminlösning sammansatt av 0,1 M acetatbuffert (pH 3,9) och bovint serumalbumin (1 mg/ml). Provlösningen och 5 mg/ml hyaluronidas genomgick 20-min inkubation vid 37 ◦C. Till inkubationsblandningen tillsattes HA (1{{20}}0 µL; 5,0 mg/ml i 0,1 M acetatbuffert) därefter. Ytterligare inkubation vid 37 ◦C under 40 minuter utfördes. 0,1 ml 0,4 M alkalisk boratlösning tillsattes för att stoppa den enzymatiska reaktionen.

3.5. Tyrosinashämmande aktivitet

Den aktuella studien utvärderade antityrosinasaktiviteten hos RPH genom att använda ett tidigare rapporterat protokoll med modifieringar [66]. En enzymlösning (135 U/ml) framställdes genom att lösa tyrosinas i 20 mM fosfatbuffert (pH 6,8). Dessutom användes DI-vatten för beredning av 1,25 mM L-DOPA-lösning. Sedan blandades 40 µL av olika koncentrationer av RPH-provlösningar med 40 µL tyrosinaslösning och 120 µL L-DOPA-lösning. Under 30 minuter hölls denna blandning vid 37 ◦C i testet av RPHs hämning avtyrosinasaktivitet. En spektrofotometer (FLUOstar Omega MicroplateReader, BMG Labtech GmbH, Tyskland) användes för att erhålla absorbansen 475-nm. Alla mätningar utfördes tre gånger. Absorbansen för motsvarande grupp närtyrosinasinte var närvarande subtraherades. Enzyminhiberingshastigheten bestämdes som

3.6. Karakterisering av RPH

3.6.1. Aminosyraprofiler

Denna studie upptäckte aminosyrasammansättningen av RPH. Först, under 24 timmar och vid 115 ◦C, användes 4 M metansulfonsyra för att hydrolysera proverna i evakuerade förseglade rör. Två Waters 510 lösningsmedelstillförselsystem och en aminosyraanalysator (L 8900; Hitachi, Tokyo, Japan) användes för derivatiserad aminosyraseparation på en Spherisorb ODS2-kolonn som mätte 25 m × 64,6 mm. Denna studie använde följande lösningsmedel: (a) natriumacetat (0,14 M) och trietylamin (850 µL/L; pH 5,6) och (b) 60 procent acetonitril, för vilken gradienten var 0 procent under 2 minuter; 0–42 procent i 15,5 min (konvex kurva); och 100 procent i 4 min. Duplikatprover togs för mätning av aminosyraprofiler vid 254 nm [67,68].

3.6.2. Molekylvikt (MW) av protein

I enlighet med Schäggers metod [69] och under reducerande förhållanden, erhöll denna studie MW-fördelningen genom tricin-natriumdodecylsulfat (SDS)-polyakrylamidgelelektrofores (PAGE) med små modifieringar. En provbuffert (30 g/L SDS, 0.375 MTris-HCl, 0,125 g/L Coomassie Brilliant Blue G-250 och 75 g/ L-glycerol; pH 7) användes för att dispergera det frystorkade provet, varvid centrifugering sedan utfördes före laddning. Totalt 20 µL 2-merkaptoetanol tillsattes till 1 ml av tricin-SDS-PAGE-provet. Provet värmdes vid 100 ◦C i 90 s. En provbrunn laddades med varje prov och Unstained Protein Standard Broad Range (Bio-Rad Laboratories, Tyskland) med hjälp av en mikrospruta. Elektrofores utfördes sedan - först vid en konstant 30 mV tills hela provet var inneslutet i staplingsgelen och därefter tills det fullbordades vid en konstant 100 mV. Därefter applicerades 0,02 procent Coomassie Brilliant Blue R-250-lösning för gelfärgning. Absolut bakgrundsavfärgning av gelerna utfördes genom att skaka gelerna i 10% ättiksyra över natten. Slutligen analyserades gelbilden för att identifiera proteinbanden i banorna; denna analys utfördes i ImageJ (USNational Institutes of Health, Bethesda, MD, USA). Standardmarkörer användes för att erhålla en kalibreringskurva från vilken MW uppskattades. Kortfattat var det första steget att bestämma varje bands migrationslängd (Rf) från toppen av den separerande gelén. Detta andra steg var beräkningen av kalibreringskurvan genom att använda Rf och log (MW) för en standardmarkör med en given MW. MW-bestämning utfördes med användning av Rf-proteinbanden i RPH.

3.7. Cytotoxicitetsanalys

Råa 264,7-celler odlades i Dulbeccos modifierade örnmedium (DMEM) med hög glukoshalt innehållande 10 procent fetalt bovint serum (FBS), 4,5 g/L glukos, 1 procent antibiotikalösning (100 enheter/ mL penicillin och 100 µg/ml Streptomycin), 4 mM L-Glutamin och 1,5 g/Lnatriumbikarbonat vid 37 ◦C och 5 procent CO2. Celltoxiciteten för råa 264.7-celler för RPHs mättes med en 3-(4,5-dimetyltiazol-2-yl)-2,5-difenyl-tetrazoliumbromid (MTT)-proliferationsanalysmetod . Cirka 1 × 104 celler per brunn ströks ut i 96-brunnsplattor. Efter 24 timmar tillsattes olika koncentrationer av RPH (0–2000 µg/ml) till cellerna. Efter 24 och 48 timmars inkubation tillsattes 100 µL MTT-lösning (0,5 mg/ml). Blå formazankristaller observerades när de kontrollerades under ett mikroskop. DMEM avlägsnades och 100 µL dimetylsulfoxid (DMSO) tillsattes per brunn. Absorbansen mättes med en mikrotiterplattläsare. Cellviabiliteten (procent) beräknades sedan som [A570 (behandlade celler) - A570 (bakgrund)] / [A570 (obehandlade celler) - A570 (bakgrund)] × 100 procent [70].

3.8. Statistisk analys

Rapporten för varje hydrolysatprov var medelvärdet från tre oberoende upprepade experiment och bestämningar. Resultat uttryckta i medelvärde ± standardavvikelse (SD) analyserades med envägs ANOVA och Duncans post hoc-test med hjälp av StatisticalAnalysis System (version 20.0; SPSS, Armonk, NY, USA). Värden på p < 0,05="" ansågs="" vara="" statistisk="">

4. Sammanfattningar

Denna studie undersökte RPHs funktioner. Experimentella resultat avslöjade att RPH innehöll fenoliska föreningar och flavonoider och uppvisade en rad antioxidantaktiviteter, såsom DPPH- och ABTS-rensande aktiviteter, reduktionskapacitet och ORAC. Dessutom hämmade RPHs effektivttyrosinasoch hyaluronidasaktiviteter. Proteaset var en kritisk faktor som påverkade MW-mönstren för RPH. Analysen av RPH visar deras potential för användning som ingrediens i kosmetika.

cistanche bodybuilding

Referenser

1. Ichihashi, M.; Ando, ​​H.; Yoshida, M.; Niki, Y.; Matsui, M. Fotoåldring av huden. Anti-Aging Med. 2009, 6, 46–59. [CrossRef]

2. Kim, J.-S.; Kim, D.; Kim, H.-J.; Jang, A. Skyddseffekt av gelatinhydrolysat av åsneskinn på UVB-inducerad fotoåldring av humana hudfibroblaster. Bearbeta. Biochem. 2018, 67, 118–126. [CrossRef]

3. Carocho, M.; Ferreira, IC En recension om antioxidanter, prooxidanter och relaterade kontroverser: Naturliga och syntetiska föreningar, screening- och analysmetoder och framtidsperspektiv. Food Chem. Toxicol. 2013, 51, 15–25. [CrossRef]

4. Guo, X.; Zhang, J.; Maj.; Tian, ​​S. Optimering av begränsad hydrolys av proteiner i risrester och karakterisering av produkternas funktionella egenskaper. J. Food Proc. Preserv. 2013, 37, 245–253. [CrossRef]

5. Park, H.-Y.; Lee, K.-W.; Choi, H.-D. Risklibeståndsdelar: Immunmodulerande och terapeutiska aktiviteter. Matfunktion. 2017, 8 935–943. [CrossRef] [PubMed]

6. Zhou, K.; Canning, C.; Sun, S. Effekter av risproteinhydrolysat framställda av mikrobiella proteaser och ultrafiltrering på friradikaler och köttlipidoxidation. LWT 2013, 50, 331–335. [CrossRef]

7. Piu', LD; Tassoni, A.; Serrazanetti, DI; Ferri, M.; Babini, E.; Tagliazucchi, D.; Gianotti, A. Utnyttjande av flytande biprodukt från stärkelseindustrin för att producera bioaktiva peptider från rishydrolyserade proteiner. Food Chem. 2014, 155, 199–206. [CrossRef]

8. Ferri, M.; Graen-Heedfeld, J.; Bretz, K.; Guillon, F.; Michelini, E.; Calabretta, MM; Lamborghini, M.; Gruarin, N.; Roda, A.; Kraft, A.; et al. Peptidfraktioner erhållna från risbiprodukter med hjälp av en miljövänlig process visar in vitro hälsorelaterade bioaktiviteter. PLOS ONE 2017, 12, e0170954. [CrossRef]

9. Wen, C.; Zhang, J.; Zhang, H.; Duan, Y.; Ma, H. Växtprotein-härledda antioxidantpeptider: Isolering, identifiering, verkningsmekanism och tillämpning i livsmedelssystem: En översikt. Trender Food Sci. Technol. 2020, 105, 308–322. [CrossRef]

10. Phelan, M.; Aherne, A.; FitzGerald, RJ; O'Brien, NM Kasein-härledda bioaktiva peptider: biologiska effekter, industriell användning, säkerhetsaspekter och regulatorisk status. Int. Dairy J. 2009, 19, 643–654. [CrossRef]

11. Udenigwe, CC; Aluko, RE Bioaktiva peptider härrörande från matprotein: Produktion, bearbetning och potentiella hälsofördelar. J. Food Sci. 2012, 77, 11–24. [CrossRef] [PubMed]

12. Fardet, A.; Rock, E. In vitro och in vivo antioxidantpotential hos mjölk, yoghurt, fermenterad mjölk och ost: En narrativ genomgång av bevis. Nutr. Res. Rev. 2018, 31, 52–70. [CrossRef]

13. Leach, JB; Kathryn, AB; Charles, WPJ; Christine, ES Fototvärbundna hyaluronsyrahydrogeler: Naturliga, biologiskt nedbrytbara konstruktionsställningar för vävnad. Biotechnol. Bioeng. 2003, 82, 578–589. [CrossRef]

14. Jegasothy, SM; Zabolotniaia, V.; Bielfeldt, S. Effektiviteten av en ny aktuell nano-hyaluronsyra hos människor. J. Clin. Aesthet.Dermatol. 2014, 7, 27–29.

15. Ndlovu, G.; Fouche, G.; Tselanyane, M.; Cordier, W.; Steenkamp, ​​V. Bestämning in vitro av anti-aging potentialen hos foursouthern afrikanska medicinalväxter. BMC komplement. Altern. Med. 2013, 13, 304. [CrossRef]

16. Jiratchayamaethasakul, C.; Ding, Y.; Hwang, O.; Im, S.-T.; Jang, Y.; Myung, S.-W.; Lee, JM; Kim, H.-S.; Ko, S.-C.; Lee, S.-H. In vitro-screening av elastas, kollagenas, hyaluronidas och tyrosinashämmande och antioxidantaktiviteter av 22 halofyteplantextrakt för nya kosmetika. Fisk. Aquat. Sci. 2020, 23, 1–9. [CrossRef]

17. Kang, M.; Park, S.-H.; Åh, SW; Lee, SE; Yoo, JA; Nho, YH; Lee, S.; Han, BS; Cho, JY; Lee, J. Anti-melanogena effekter av resorcinol förmedlas genom undertryckande av cAMP-signalering och aktivering av p38 MAPK-signalering. Biosci. Biotechnol. Biochem.2018, 82, 1188-1196. [CrossRef]

18. Chatatikun, M.; Yamauchi, T.; Yamasaki, K.; Aiba, S.; Chiabchalard, A. Antimelanogen effekt av Croton roxburghii och Crotonsublyratus blad i -MSH-stimulerade B16F10-celler. J. Tradit. Komplement. Med. 2019, 9, 66–72. [CrossRef] [PubMed]

19. Rizzello, CG; Nionelli, L.; Coda, R.; Gobbetti, M. Synthesis of the Cancer Preventive Peptide Lunasin by Lactic Acid BacteriaUnder surdegsjäsning. Nutr. Cancer 2012, 64, 111–120. [CrossRef] [PubMed]

20. Rizzello, CG; Tagliazucchi, D.; Babini, E.; Rutella, GS; Saa, DLT; Gianotti, A. Bioaktiva peptider från vegetabiliska livsmedelsmatriser: Forskningstrender och ny bioteknik för syntes och återhämtning. J. Funktion. Livsmedel 2016, 27, 549–569. [CrossRef]

21. Coscueta, ER; Campos, DA; Osório, H.; Nerli, BB; Pintado, M. Enzymatisk sojaproteinhydrolys: Ett verktyg för biofunktionell produktion av livsmedelsingredienser. Food Chem. X 2019, 1, 100006. [CrossRef]

22. Aydemir, LY; Yemenicioglu, A. Är proteinbundna fenoliska antioxidanter i osedda baljväxter en del av isberget? J. Plant. Biochem.Physiol. 2013, 1, 1–3. [CrossRef]

23. Huang, SH; Ng, LT Kvantifiering av polyfenolhalt och bioaktiva beståndsdelar i vissa kommersiella rissorter i Taiwan. J. Food Compos. Anal. 2012, 26, 122–127. [CrossRef]

24. Yoshitomi, K.; Taniguchi, S.; Tanaka, K.; Uji, Y.; Akimitsu, K.; Gomi, K. Rice terpene synthase 24 (OsTPS24) kodar för ett jasmonatkänsligt monoterpensyntas som producerar en antibakteriell -terpinen mot rispatogen. J. Plant. Physiol. 2016, 191 120–126. [CrossRef]

25. Kamolsukyeunyong, W.; Sukhaket, W.; Pitija, K.; Thorngkham, P.; Mahatheeranont, S.; Toojinda, T.; Vanavichit, A. RiceSesquiterpene spelar viktiga roller i antixenos mot brun planthopper i ris. Plants 2021, 10, 1049. [CrossRef][PubMed]

26. Liu, Y.; Wang, Z.; Li, H.; Liang, M.; Yang, L. In vitro antioxidantaktivitet hos risprotein som påverkas av matsmältning av alkalisk grad och gastrointestinal proteas. J. Sci. Food Agric. 2016, 96, 4940–4950. [CrossRef] [PubMed]

27. Phongthai, S.; D'Amico, S.; Schoenlechner, R.; Homthawornchoo, W.; Rawdkuen, S. Fraktionering och antioxidantegenskaper hos riskliproteinhydrolysat stimulerade av gastrointestinal matsmältning in vitro. Food Chem. 2018, 240, 156–164. [CrossRef][PubMed]

28. Huang, S.-L.; Wang, W.-H.; Zhong, X.-Y.; Lin, C.-T.; Lin, W.-S.; Chang, M.-Y.; Lin, Y.-S. Antioxidantegenskaper hos Jatropha curcas L. Seed Shell and Kernel Extracts. Appl. Sci. 2020, 10, 3279. [CrossRef]

29. Lin, Y.-S.; Lin, W.-S.; Tung, J.-W.; Cheng, Y.-C.; Chang, M.-Y.; Chen, C.-Y.; Huang, S.-L. Antioxidantkapacitet hos Jujube Fruit Seeds och Peel Pulp. Appl. Sci. 2020, 10, 6007. [CrossRef]

30. Shahi, Z.; Sayyed-Alangi, SZ; Najafian, L. Effekter av enzymtyp och processtid på hydrolysgrad, elektroforesband och antioxidantegenskaper hos hydrolyserade proteiner som härrör från avfettad Bunium persicum Bioss. presskaka. Heliyon 2020, 6,e03365. [CrossRef] [PubMed]

31. Xie, H.; Huang, J.; Woo, MW; Hu, J.; Xiong, H.; Zhao, Q. Effekt av inaktivering av kallt och varmt enzym på de strukturella och funktionella egenskaperna hos hydrolysat av risdregprotein. Food Chem. 2021, 345, 128784. [CrossRef]

32. Rani, S.; Pooja, K.; Pal, GK Utforskning av risproteinhydrolysat och peptider med särskild hänvisning till antioxidantpotential: Beräkningsbaserade metoder för bestämning av bioaktivitet. Trender Food Sci. Technol. 2018, 80, 61–70. [CrossRef]

33. Bisby, RH; Brooke, R.; Navaratnam, S. Effekt av antioxidantoxidationspotential i analysen för syreradikalabsorptionskapacitet (ORAC). Food Chem. 2008, 108, 1002–1007. [CrossRef]

34. Elias, RJ; Kellerby, SS; Decker, E. Antioxidantaktivitet hos proteiner och peptider. Crit. Rev. Food Sci. Nutr. 2008, 48, 430–441.[CrossRef] [PubMed]

35. Min, Y.; Li-Chan, E.; Jiang, B. (Eds.) Bioaktiva proteiner och peptider som funktionella livsmedel och nutraceuticals; Wiley-Blackwell:Hoboken, NJ, USA, 2010; s. 29–42.

36. Adebiyi, AP; Adebiyi, AO; Yamashita, J.; Ogawa, T.; Muramoto, K. Rening och karakterisering av antioxidativa peptider som härrör från riskliproteinhydrolysat. Eur. Food Res. Technol. 2008, 228, 553–563. [CrossRef]

37. Thamnarathip, P.; Jangchud, K.; Nitisinprasert, S.; Vardhanabhuti, B. Identifiering av peptidmolekylvikt från riskliproteinhydrolysat med hög antioxidantaktivitet. J. Cereal Sci. 2016, 69, 329–335. [CrossRef]

38. Tacias-Pascacio, VG; Morellon-Sterling, R.; Siar, E.-H.; Tavano, O.; Berenguer-Murcia, Á.; Fernandez-Lafuente, R. Användning av Alcalasein produktion av bioaktiva peptider: En recension. Int. J. Biol. Macromol. 2020, 165, 2143–2196. [CrossRef] [PubMed]

39. Sarringkarin, W.; Laokuldilok, T. Optimering av produktionsförhållandena för glutinöst riskliproteinhydrolysat med antioxidativa egenskaper. CMU J. Nat. Sci. 2017, 16, 1–18. [CrossRef]

40. Zhang, Q.; Tong, X.; Qi, B.; Wang, Z.; Li, Y.; Sui, X.; Jiang, L. Förändringar i antioxidantaktivitet av Alcalase-hydrolyserat sojabönhydrolysat under simulerad gastrointestinal matsmältning och transepitelial transport. J. Funktion. Livsmedel 2018, 42, 298–305. [CrossRef]

41. Tu, PTB; Tawata, S. Antioxidant, anti-aging och anti-melanogena egenskaper hos eteriska oljor från två varianter av Alpinia zerumbet. Molecules 2015, 20, 16723–16740. [CrossRef]

42. Nishida, Y.; Sugahara, S.; Wada, K.; Toyohisa, D.; Tanaka, T.; Ono, M.; Yasuda, S. Hämmande effekter av etylacetatextraktet från lökar av Scilla scilloides på lipoxygenas- och hyaluronidasaktiviteter. Pharm. Biol. 2014, 52, 1351–1357. [CrossRef]

43. Chen, H.-J.; Dai, F.-J.; Fan, S.-L.; Huang, Y.-C.; Chau, C.-F.; Lin, Y.-S.; Chen, C.-S. Kinetik för hyaluronidasinhibering av ris (Oryza sativa L.) Proteinhydrolysat. Appl. Sci. 2020, 10, 9087. [CrossRef]

44. Girish, K.; Kemparaju, K. Det magiska limet hyaluronan och dess radergummi hyaluronidas: En biologisk översikt. Life Sci. 2007, 80,1921–1943. [CrossRef] [PubMed]

45. Zolghadri, S.; Bahrami, A.; Khan, MTH; Munoz-Munoz, J.; Garcia-Molina, F.; Garcia-Canovas, F.; Saboury, AA En omfattande översikt av tyrosinashämmare. J. Enzym. Inhib. Med. Chem. 2019, 34, 279–309. [CrossRef] [PubMed]

46. ​​Seo, EJ; Hong, ES; Choi, MH; Kim, KS; Lee, SJ Antioxidant- och hudblekande effekter av Rhamnus yoshinoi-extrakt. koreanska J. Food Sci. Technol. 2010, 42, 750–754.

47. Ochiai, A.; Tanaka, S.; Tanaka, T.; Taniguchi, M. Riskliprotein som en potent källa till antimelanogena peptider med tyrosinashämmande aktivitet. J. Nat. Driva. 2016, 79, 2545–2551. [CrossRef] [PubMed]

48. Kubglomsong, S.; Theerakulkait, C.; Reed, RL; Yang, L.; Maier, CS; Stevens, JF Isolering och identifiering av tyrosinashämmande och kopparkelaterande peptider från hydrolyserat ris-kli-härlett albumin. J. Agric. Food Chem. 2018, 66, 8346–8354.[CrossRef]

49. Schurink, M.; van Berkel, WJ; Wichers, H.; Boeriu, CG Nya peptider med tyrosinashämmande aktivitet. Peptider 2007, 28,485–495. [CrossRef]

50. Ishikawa, M.; Kawase, I.; Ishii, F. Kombination av aminosyror minskar pigmentering i B16F0-melanomceller. Biol. Pharm.Bull. 2007, 30, 677–681. [CrossRef] [PubMed]

51. Zhang, R.; Wei, Y.; Li, M.; Cai, M.; Gu, R.; Maj.; Chen, L.; Wang, J. Melanogeneseffekter av risproteinhydrolysat och dess karaktäristiska peptider Leu-Leu-Lys, Leu-Pro-Lys och pyroGlu-Lys på UVB-inducerade humana epidermala melanocytceller. FoodFunct. 2020, 11, 8757–8767. [CrossRef]

52. Wang, Y.; Cai, D.; Fålla.; Wang, Z.; Qin, P.; Tan, T. Öppen fermentativ produktion av l-mjölksyra med användning av vitt riskli genom samtidig försockring och fermentering. Bioresur. Technol. 2015, 198, 664–672. [CrossRef] [PubMed]

53. Pan, M.; Jiang, TS; Pan, JL Antioxidantaktiviteter av rapsproteinhydrolysat. Livsmedelsbioprocess. Technol. 2009, 4, 1144–1152.[CrossRef]

54. Chen, HM; Muramoto, K.; Yamauchi, F.; Nokihara, K. Antioxidantaktivitet hos designade peptider baserade på den antioxidativa peptiden isolerad från smältning av ett sojaprotein. J. Agric. Food Chem. 1996, 44, 2619-2623. [CrossRef]

55. Liu, Q.; Kong, B.; Xiong, YL; Xia, X. Antioxidantaktivitet och funktionella egenskaper hos porcint plasmaproteinhydrolysat som påverkas av graden av hydrolys. Food Chem. 2010, 118, 403–410. [CrossRef]

56. Lemes, A.; Sala, L.; Ores, JDC; Braga, ARC; Egea, MB; Fernandes, KF En översyn av de senaste framstegen inom krypterade bioaktiva peptider från proteinrikt avfall. Int. J. Mol. Sci. 2016, 17, 950. [CrossRef] [PubMed]

57. Wang, J.-S.; Zhao, M.-M.; Zhao, Q.-Z.; Jiang, Y.-M. Antioxidantegenskaper hos papainhydrolysat av vetegluten i olika oxidationssystem. Food Chem. 2007, 101, 1658–1663. [CrossRef]

58. Gao, M.-T.; Kaneko, M.; Hirata, M.; Toorisaka, E.; Hano, T. Användning av riskli som näringskälla för fermentativ mjölksyraproduktion. Bioresur. Technol. 2008, 99, 3659–3664. [CrossRef] [PubMed]

59. Huang, WY; Lin, YR; Ho, RF; Liu, HY; Lin, YS Effekter av vattenlösningar på att extrahera gröna teblad. Sci. World J. 2013,2013, 368350. [CrossRef]

60. Wathoni, N.; Shan, CY; Shan, WY; Rostinawati, T.; Indradi, RB; Pratiwi, R.; Muchtaridi, M. Karakterisering och antioxidantaktivitet av pektin från svål av indonesisk mangostan (Garcinia mangostana L.). Heliyon 2019, 5, e02299. [CrossRef]

61. Tsai, C.-C.; Chan, C.-F.; Huang, W.-Y.; Lin, J.-S.; Chan, P.; Liu, H.-Y.; Lin, Y.-S. Tillämpningar av Lactobacillus rhamnosus SpentCulture Supernatant i kosmetiska applikationer för antioxidation, blekning och fuktbevarande. Molecules 2013, 18, 14161–14171.[CrossRef]

62. Huang, W.-Y.; Lee, P.-C.; Hsu, J.-C.; Lin, Y.-R.; Chen, H.-J.; Lin, Y.-S. Effekter av vattenkvalitet på upplösning av Yerba Mate ExtractPowders. Sci. World J. 2014, 2014, 1–6. [CrossRef] [PubMed]

63. Chan, C.-F.; Wu, C.-T.; Huang, W.-Y.; Lin, W.-S.; Wu, H.-W.; Huang, T.-K.; Chang, M.-Y.; Lin, Y.-S. Antioxidation och melanogenesinhibering av olika Dendrobium tosaense-extrakt. Molecules 2018, 23, 1810. [CrossRef] [PubMed]64. Wu, C.-T.; Agrawal, DC; Huang, W.-Y.; Hsu, H.-C.; Yang, S.-J.; Huang, S.-L.; Lin, Y.-S. Funktionsanalys av förbrukade kaffemalda extrakt erhållna med den hydrotermiska metoden. J. Chem. 2019, 2019, 1–8. [CrossRef]

65. Dorta, E.; Rodríguez-Rodríguez, EM; Jiménez-Quezada, A.; Fuentes-Lemus, E.; Speisky, H.; Lissi, E.; López-Alarcón, C. Användning av ORAC-analysen (Oxygen Radical Absorbance Capacity) för att förutsäga kapaciteten hos mango (Mangifera indica L.) biprodukter för att hämma köttproteinoxidation. Mat Anal. Metoder 2016, 10, 330–338. [CrossRef]

66. Lin, Y.-S.; Chen, H.-J.; Huang, J.-P.; Lee, P.-C.; Tsai, C.-R.; Hsu, T.-F.; Huang, W.-Y. Kinetik för tyrosinashämmande aktivitet med användning av Vitis vinifera bladextrakt. BioMed Res. Int. 2017, 2017, 5232680. [CrossRef] [PubMed]

67. Bidlingmeyer, BA; Cohen, SA; Tarvin, TL Snabb analys av aminosyror med användning av pre-kolumnderivatisering. J. Chromatogr. BBiomed. Sci. Appl. 1984, 336, 93–104. [CrossRef]

68. Asai, TT; Oikawa, F.; Yoshikawa, K.; Inoue, N.; Sato, K. Livsmedelsbaserade kollagenpeptider, Prolyl-Hydroxyproline (Pro-Hyp) och Hydroxyprolyl-Glycin (Hyp-Gly) Förbättrar tillväxten av primärodlade mushudfibroblaster med användning av fetalt bovint serum fritt från hydroxyprolylpeptid. Int. J. Mol. Sci. 2019, 21, 229. [CrossRef]

69. Schägger, H. Tricine–SDS–PAGE. Nat. Protoc. 2006, 1, 16–22. [CrossRef]

70. Diao, J.; Chi, Z.; Guo, Z.; Zhang, L. Mungbönproteinhydrolysat modulerar immunsvaret genom NF-kB-väg inlipopolysackaridstimulerade RAW 264.7-makrofager. J. Food Sci. 2019, 84, 2652–2657.[CrossRef]