Isolering och rening av fenyletanoidglykosider från Cistanche Deserticola genom höghastighetsmotströmskromatografi

Kontakt: Audrey Hu Whatsapp/hp: 0086 13880143964 E-post:audrey.hu@wecistanche.com

Li a,b, Rong Tsao b,*, Raymond Yang b, Chunming Liu a, J. Christopher Young b, Honghui Zhu b

Abstrakt

Fem fenyletanoidglykosider (PhGs), echinacoside, cistanosid A, acteosid, isoacteosid och 20-acetylacteosid, isolerades och renades frånCistanche deserticolaför första gången genom höghastighetsmotströmskromatografi (HSCCC) med två tvåfassystem, ett bestående av etylacetat-etanol-vatten (5:0.5:4,5, v/v/v) och ett annat av etylacetat-n-butanol-etanol-vatten ({{10}}.5:0.5:0.1:1, v/v/v/v). Totalt 28,5 mg echinakosid, 18,4 mg cistanosid A, 14,6 mg acteosid, 30,1 mg isoacteosid och 25,2 mg 20-acetylakteosid renades från 1412 mg av n-debutanolextraktet av varje C. vid över 92,5% renhet, bestämt med HPLC. Strukturerna identifierades genom deras retentionstid, UV, LC–ESI-MS i negativ jonläge, och bekräftades av NMR-experiment. Det karakteristiska LC–ESI-MSn-fragmenteringsmönstret för de fem föreningarna diskuteras och har visat sig vara ett mycket specifikt och användbart verktyg för strukturell identifiering av PhG från denna viktiga medicinalväxt.

Nyckelord:Cistanche deserticola; Fenyletanoid; Echinakosid; cistanosid A; Akteosid; Isoakteosid; 20-Acetylakteosid; HSCCC; LC–ESI-MS; NMR

1. Introduktion

Cistanche deserticola YC Maär en välkänd kinesisk örtmedicin och har använts flitigt i traditionella preparat som liknar dagens funktionella livsmedelsingredienser eller kosttillskott (Wong, Li, Cheng, & Chen, 2006). De huvudsakliga bioaktiva beståndsdelarna i C. deserticola är fenyletanoidglykosider (PhGs), inklusive echinakosid, acteosid, isoacteosid, 20-acetylacteosid och cistanosid A (Kobayashi, Karasawa, & Miyase, 1984; Kobayashi et al., 1987., 1987). PhG är brett spridda i växtriket och har studerats omfattande för sina olika biologiska funktioner såsom leverskyddande (Xiong et al., 1998), antiinflammatorisk, antinociceptiv aktivitet (Schapoval et al., 1998) och antioxidantaktiviteter ( Cheng, Wei, Guo, Ni och Liu, 2005; He, Lau, Xu, Li, & But, 2000; Li, Wang, & Wang, 1997; Li, Wang, Zheng, Liu, & Jia, 1993; Wang, Jiang, Wu, & Wang, 2001; Xiong, Kadota, Tani, & Namba, 1996), förbättrad sexuell funktion (Xie & Wu, 1993; Zong, He, Wu, & Chen, 1996) och lugnande effekt (Lu, 1998) ).

På grund av ovanstående signifikanta bioaktiviteter behövs stora mängder rena föreningar akut som referensstandarder och för olika in vitro- och in vivo-studier relaterade till användningen av traditionell kinesisk medicin. Effektiva metoder för isolering, rening och strukturell karakterisering av PhGs blir därför nödvändiga. Sådant arbete kräver dock vanligtvis användning av flera kromatografiska steg för provrensning och isolering (Gross, Lahloub, Anklin, Schulten, & Sticher, 1988; Nishimura, Sasaki, Inagaki, Chin, & Mitsuhashi, 1991; Ravn, Nishibe , Sasahara, & Li, 1990; Shoyama, Matsumoto, & Nishioka, 1987), vilket vanligtvis resulterar i låga återvinningshastigheter på grund av irreversibla adsorptioner av PhG på det fasta underlaget under separation (Lei et al., 2001). Däremot har höghastighetsmotströmskromatografi (HSCCC) blivit ett effektivt alternativ till de konventionella kromatografiska teknikerna för separation av vissa PhG från växtextrakt (Lei et al., 2001; Li et al., 2005). Lei et al. framgångsrikt separerade akteosid och 20-acetylakteosid frånCistanches salsa(CA Mey.) G. Beck genom att använda HSCCC (Lei et al., 2001). Författarna till denna artikel har tidigare rapporterat separationen av akteosid och isoakteosid från Plantago psyllium L. av HSCCC (Li et al., 2005). Emellertid har ingen rapport publicerats om separation och rening av flera PhG från C. deserticola med hjälp av HSCCC. På grund av bristen på standarder har LC-MS-metoder utvecklats och använts som ett kraftfullt analysverktyg för snabb karakterisering och identifiering av vissa PhG i växtextrakt (Li et al., 2005; Wang et al., 2000).

I denna artikel rapporterar vi en HSCCC-metod utvecklad för framställning av echinakosid, cistanosid A, acteosid, isoacteosid och 20-acetylacteosid från C. deserticola. Karakterisering och analys av de fem PhG som separerades åstadkoms genom användning av LC kopplat med in-line ESI-masspektrometri och NMR-experiment. Retentionstiden, molekylvikten och de karakteristiska fragmentjonerna för de fem PhG presenteras och diskuteras i detta dokument. Strukturerna för de fem PhG som identifierats i denna undersökning visas i Fig. 1.

Effektiva ingredienser i Cistanche deserticola

2. Experimentell

2.1. Kemikalier och reagens

Acteosid köptes från Sigma-Aldrich (Oak-Ville, ON), echinacoside köptes från ChromaDex (Santa Ana, CA). Isoacteosid isolerades från P. psyllium L. (Li et al., 2005). C. deserticola köptes från Beijing TongRenTang Medicinal Store (Kina). Alla lösningsmedel var av HPLC-kvalitet och inköpta från Caledon Laboratories Ltd. (Georgetown, ON).

2.2. Provberedning

C. deserticola (20 g) extraherades fem gånger vid rumstemperatur under 12 timmar vardera med 100 ml 80% vattenhaltig etanol. Varje gång filtrerades extraktionsblandningen genom ett Whatman No.1 filterpapper (Whatman International Ltd., Maidstone, England). Det kombinerade filtratet koncentrerades till 100 ml i vakuum vid < 40="" grader.="" den="" resulterande="" vattenhaltiga="" lösningen="" avfettades="" två="" gånger,="" vardera="" med="" 100="" ml="" hexan,="" och="" extraherades="" sedan="" i="" tur="" och="" ordning="" i="" fem="" gånger,="" var="" och="" en="" med="" 100="" ml="" n-butanol.="" n-butanolskikten="" kombinerades="" och="" koncentrerades="" till="" torrhet="" i="" vakuum="" vid="">< 40="" grader,="" vilket="" gav="" 2,2="" g="" n-butanolextrakt.="" extraktet="" lagrades="" vid="" -20="" grad="" före="">

2.3. HSCCC-separationsförfarande

Den preparativa HSCCC utfördes i en modell CCC{{0}} höghastighetsmotströmskromatografi (Pharma-Tech Research, Baltimore, Maryland, USA). Denna apparat hade tre preparativa spolar, kopplade i serie (total volym, 325 ml). Anordningens varvtal kunde regleras mellan 0 och 2000 rpm. HSCCC-systemet var utrustat med en HPLC-pump (Pharma-Tech Research, Baltimore, Maryland, USA), en modell 450 UV-detektor (Alltech, USA), en modell L 120 E plattbäddsskrivare (Linseis Inc., Princeton Jct, USA), en fraktionssamlare (Advantec MFS Inc., USA) och en provinsprutningsventil med en 10-mL provslinga.

En blandning av etylacetat-etanol-vatten (5:0.5:4,5, v/v/v) skakades kraftigt i en separertratt och lät stå och separera vid rumstemperatur. De två faserna användes i HSCCC efter att de nått jämvikt. Hela den lindade kolonnen fylldes först med det övre lagret, som fungerar som den stationära fasen. Det undre skiktet (mobil fas) pumpades sedan in i huvudänden av kolonnen med en flödeshastighet av 1,5 ml/min. Rotationshastigheten var inställd på 1050 rpm. Ett prov (ca 230 mg varje gång) löst i 8 ml av blandningen av etylacetat-etanol-vatten (5:0,5:4,5, v/v/v) laddades in i injektionsventilen efter att systemet nått hydrodynamiskt jämvikt. Detta tvåfasiga lösningsmedelssystem valdes baserat på fördelningskoefficienten (K), som var 0,87, 1,11 och 1,32 för akteosid, isoakteosid respektive 20 acetylakteosid. K-värdet var förhållandet mellan koncentrationerna i de övre och undre skikten av samma förening som bestämts med HPLC (Fig. 2). Utflödet från kolonnens utlopp övervakades kontinuerligt med en UV-detektor vid 254 nm och samlades upp i provrör med en fraktionsuppsamlare inställd på 4 minuter för varje rör.

2.4. LC-förhållanden

statisk auto-sampler och en fotodiod array-detektor (DAD) användes för analys av PhGs i n-butanolextraktet av C. deserticola och fraktioner som samlats in från HSCCC-separationen. Separationen utfördes i en Phenomenex ODS-C18-kolonn (250 x 4,6 mm, 5 lm) med en C18-skyddskolonn. Den binära mobila fasen bestod av acetonitril (lösningsmedel A) och vatten innehållande 2 procent ättiksyra (lösningsmedel B). Alla lösningsmedel filtrerades genom en

{{0}}.45 lm-filtrera före användning. Flödeshastigheten hölls konstant vid 1,0 ml/min under en total körtid på 25 minuter. Systemet kördes med ett gradientprogram: 0–20 min: 90 procent B till 60 procent B; 20–22 min: 60 procent B till 0 procent B; och 22–25 min, 0 procent B till 90 procent B. Provinjektionsvolymen var 10 l. Toppar av intresse övervakades vid 320 nm av en DAD-detektor.

2.5. LC–ESI-MS-experiment

LC-MS-experiment utfördes med användning av en Finnigan LCQ DECA jonfälla masspektrometer (Thermo Finnigan, San Jose, CA, USA) utrustad med en elektrosprayjoniseringskälla (ESI). Proverna analyserades i samma kromatografiska tillstånd. En negativ modell användes för datainsamling. Mantelgas- och hjälpflödeshastigheterna sattes till 96 respektive 7 (godtycklig enhet). Kapillärspänningen var inställd på 29 V och dess temperatur styrdes till 350 grader. Ingångslinsens spänning var fixerad till 40 V och den flerpoliga RF-amplituden sattes till 540 V. ESI-nålspänningen styrdes till 4,5 kV. Rörlinsens offset var 16 V, multipollins 1 offset var 8,20 V och multipollins 2 offset var 10,5 V. Elektronmultiplikatorspänningen sattes till 980 V för jondetektion.

2.6. NMR för identifiering

NMR-spektra registrerades på en Bruker Avance-600-spektrometer (Bruker BioSpin Ltd., Milton, Kanada). Endast föreningarna 2 och 5 (inga tillgängliga standarder) utsattes för NMR-experiment. Prover löstes i CD3OD.

Aktiva ingredienser i cistanche: echinakosid och akteosid

3. Resultat och diskussion

En framgångsrik HSCCC-separation beror till stor del på ett lämpligt tvåfas lösningsmedelssystem som ger en idealisk fördelningskoefficient (K) runt 1 för den önskade föreningen. Ett sådant bifasiskt system bör också ge en ganska kort avvecklingstid (Chen, Games, & Jones, 2003; Foucault & Chevolot, 1998; Oka, Oka, & Ito, 1991). I vårt experiment valde vi fyra serier av lösningsmedelssystem enligt lösligheten av målföreningarna i C. deserticola. HPLC användes för att mäta koncentrationen i varje fas, från vilken K-värdena för målföreningarna beräknades. Två system, etylacetat-n-butanol-etanol-vatten (4:0,6:0,6:5, v/v/v/v) och etylacetat-vatten (1:1, v/v), har tidigare använts i HSCCC för att separera akteosid och 20-acetylakteosid från

C. salsa, och acteosid och isoacteosid från P. Psyllium,

(Lei et al., 2001; Li et al., 2005). Även om det första systemet hade en relativt kort sedimenteringstid, hade det dåliga prestanda för att separera PhG från C. deserticola, på grund av de låga K-värdena för föreningarna 1 och 2, och höga K-värden för föreningarna 3–5. K-värdena var mycket låga för förening 1–4 i det andra systemet, men mycket höga för förening 5 (tabell 1). Ett modifierat system innehållande etylacetat-etanol-vatten (5:0,5:4,5, v/v/v), gav ett idealiskt K-värde för föreningarna 3-5 vid 0,87, 1,11 respektive 1,32 och resulterade i den goda separationen av dessa tre föreningar (fig. 3A och B). Detta system producerade dock

för litet K-värde för föreningarna 1 och 2, vilket gör att de två föreningarna samelueras nära lösningsmedelsfronten (fraktion 1 i fig. 3A). Ytterligare en modifiering av systemet (etylacetat–n-butanol–etanol-vatten (0.5:0.5:0.1:1, v/v/v/ v) höjde K-värdena för förening 1 och 2 till 0.52 respektive 0.92, och ledde till fullständig separation (Fig. 3C). Fig. 3A visar HSCCC-separationen av en prov innehållande 23 0 mg av n-butanolextraktet av C. deserticola med användning av etylacetat-etanol-vatten (5:0.5:4,5, v/v/v). Fraktioner som bekräftades genom HPLC för att endast innehålla föreningarna 3, 4 eller 5 kombinerades separat, och de som innehöll föreningarna 3 och 4 slogs samman, frystorkades och underkastades återigen HSCCC för ytterligare separation (Fig. 3B). HSCCC-separation som beskrivs ovan gav totalt 14,6 mg, 30,1 mg och 25,2 mg av föreningarna 3–5 från 1412 mg n-butanolextrakt. Fig. 3C visar HSCCC-separationen av ett prov innehållande föreningar 1 och 2 (fraktion 1 i den första separationen) med användning av etylacetat-n-butanol-etanol-vatten (0.5:0.5:0.1:1, v/v/v/v). Totalt 28,5 och 1 8,4 mg av föreningarna 1 och 2 erhölls. Den kromatografiska renheten för de frystorkade föreningarna 1–5 var över 92,5 procent, som användes direkt för LC–ESI-MS och NMR-analyser.

Preliminär identifiering av föreningarna 1, 3 och 4 uppnåddes genom kongruenta retentionstider och UV-spektraldata med de för den autentiska echinakosiden, acteosiden och isoakteosiden (Fig. 2). Föreningarna 2 och 5 var okända, men UV-spektra för alla fem föreningar var mycket lika, vilket indikerar liknande strukturella egenskaper.

För att ytterligare undersöka strukturerna för dessa fem föreningar gjordes försök med LC–ESI-MSn-experiment och resultaten visas i figur 4 och tabell 2. Föreningar relaterade till topparna (1–5) i figur 2 uppvisade intensiva deprotonerade molekyljoner [MH]— vid m/z 785, 799, 623, 623 respektive 665 i negativt läge. Dimeriska [2M H]-joner observerades också för topparna 1–4 i Fig. 2. Dessa bekräftade att molekylvikterna för topparna 1–5 var 786, 800, 624, 624 respektive 666. LC-MSN-data (tabell 2) gav mycket användbar strukturell information för de fem PhGs, såsom den neutrala förlusten av en experimentell procedur: ungefär 1 mg av varje prov vägdes i ett 10 ml provrör i vilket 1 ml av varje fas av det i förväg utjämnade tvåfaslösningsmedelssystemet tillsattes. Provröret tillslöts och skakades kraftigt under 1 min och fick stå tills det separerade helt. En alikvot på 100 1 av varje skikt togs ut och indunstades separat till torrhet i vakuum vid<40 °c.="" the="" residue="" was="" dissolved="" in="" 10="" ll="" methanol="" and="" analyzed="" by="" hplc="" for="" determining="" the="" partition="" coefficient="" (k)="" of="" compounds="" 1–5.="" the="" k="" value="" was="" expressed="" as="" the="" peak="" area="" of="" the="" target="" compound="" in="" the="" upper="" phase="" divided="" by="" that="" in="" the="" lower="">

LC–ESI-MS för topp 1 visas i Fig. 4A. Den deprotonerade molekyljonen [MH]— vid m/z 785 med hög förekomst och en dimer deprotonerad molekyl.jon [2M H]— vid m/z 1571 observerades i negativt läge, vilket tyder på en molekylvikt på 786, vilket var samma som för echinakosid. Ytterligare undersökning i LC–MS2-experimentet av m/z 785-jonerna gav en huvuddotterjon vid m/z 623 (Fig. 4B) producerad direkt från m/z 785 genom förlust av en kaffeoyldel eller en hexosdel som [M] 162 H]—. LC-MS3-spektrumet för m/z 623 uppvisade två huvudjoner vid m/z 477 och 461, och två mindre joner vid m/z 315 och 179 (Fig. 3C, Tabell 2). Massskillnaderna mellan m/z 623 och fragmentjonerna m/z 477 och 461 var 146 respektive 162, vilket motsvarar förlusten av en ramnosenhet och en glukosdel eller en koffeoyldel [M 162 H]—. m/z 623-jonerna förlorade också en koffeoyldel och en ramnosdel för att producera m/z 315-jonerna. Jonen vid m/z 179 producerades från klyvningen av kaffeoyldelen, med den negativa laddningen kvar på kaffeoyldelens del. LC–ESI-MSN-experiment på den autentiska echinacosiden visade samma fragmenteringsmönster. Topp 1 bekräftades därför vara echinakosid.

För topp 2 visade LC–ESI-MS m/z 799 som den deprotonerade molekyljonen [MH]— och m/z 1599 som dess dimera jon, vilket tyder på en molekylmassa på 800. Under MS2-experimenten visade m/z 799 joner bildade tre döttrar vid m/z 637, 623 och 475 (tabell 1). Jonen vid m/z 637 producerades direkt från moderjonen till m/z 799 igen på grund av den neutrala förlusten av kaffeoylen [M—162—H]— eller en glukosdel [M—162—H]—. Jonen vid m/z 623 resulterade från förlusten av en CH2-radikal. Jonen vid m/z 475 bildades från den neutrala förlusten av både kaffeoyldelen [M 162 H]— och glukosdelen från moderjonen. MS3-experimentet på m/z 637 producerade tre joner vid m/z 619, 491 och 475, motsvarande förlusterna av en vatten, en rhamnosenhet respektive en glukosdel. Dotterjonen m/z 623 producerade m/z 461 och 315 i MS3-studien, som följde samma fragmenteringsvägar som echinakosid som diskuterats ovan. LC–ESI-MSN-data stödde en preliminär identifiering för topp 2 som cistanosid A. Båda topparna visade samma [MH]—jon vid m/z 623 och dimer vid m/z 1247 i negativt läge (tabell 1), vilket indikerar de är möjligen isomerer med samma molekylvikt av

624, samma som akteosid och isoakteosid. MS2-spektra för [MH]—-jonerna visade också en samma dotterjon på m/z 461, vilket indikerade förlusten av kaffeoyldelen från moderjonen m/z 623 (tabell 1). Liknande MS3-spektra erhölls för de två föreningarna. För topp 3 bildade MS3-spektrumet för jonen vid m/z 461 tre joner vid m/z 315, 161 och 135. M/z 315 bildas efter att ha förlorat rhamnos som diskuterats tidigare. Jonen m/z 161 producerades från klyvningen av kaffeoyldelen, följt av en ytterligare förlust av ett vatten; laddningen kvarstod på kaffeoyldelen. Jonen vid m/z 135 [aglykon 18 H]— uppstod från klyvningen av den glykosidiska bindningen vid C1-positionen med en ytterligare förlust av ett vatten, vilket lämnade laddningen att vara på aglykondelens del. MS3-spektrumet för topp 4 följde samma fragmenteringsväg som topp 3 förutom den saknade jonen vid m/z 135. Molekyljonen och fragmenteringsmönstren för dessa två föreningar överensstämmer med litteraturdata om acteosid och isoacteosid (Wang et al. ., 2000), även om ytterligare en jon m/z 153 hittades och proton-NMR-data för cistanosid A och 20-acetylakteosid tilldelades [aglykon H]— av Wang et al. (Wang et al., 2000). Denna jon kan ha varit instabil och förlorat vatten för att ge m/z 135 i vårt experiment. Baserat på MS-data och de kongruenta retentionstiderna för topparna 3 och 4 med standarderna, identifieras de därför som akteosid respektive isoakteosid.

LC–ESI-MS-data för topp 5 visas i tabell 2. En deprotonerad molekyljon [MH]— (m/z 665) var den enda jon som hittades i negativt läge, vilket innebär en molekylmassa på 666. Tre dotterjoner observerades vid m/z 623, 503 och 461 i MS2-experimentet (tabell 2). Dotterjonerna vid m/z 623 och 503 bildades direkt från moderjonen genom förlust av en COCH2-grupp respektive en kaffeoyldel. Jonen vid m/z 461 kom från förlusten av både kaffeoyl- och COCH2-delen [M 162 42 H]— från moderjonen. I MS-experimentet producerade m/z 623 m/z 461 och m/z 503 gav tre joner vid m/z 485, 461 och 315. MS3-spektrumet för dotterjonen m/z 461 gav två joner vid 443 och 315. Genom att jämföra LC–MSN-fragmenteringsmönstret för topp 5 med andra föreningar som rapporterats i denna studie och med andra rapporterade (Li et al., 2005; Wang et al., 2000), drog vi slutsatsen att topp 5 var strukturellt mycket relaterad till akteosid med den enda skillnaden att vara COCH3-enheten på R3-positionen. En preliminär identitet gavs därför till topp 5 som 20-acetylakteosid (Fig. 1).

Strukturerna för de två preliminärt identifierade föreningarna, topp 2 (som cistanosid A) och topp 5 (som 20-acetyl-akteosid) bekräftades av deras strukturer genom 1H NMR. De kemiska skiftningarna och kopplingskonstanterna för alla protoner i föreningarna 2 och 5, som visas i tabell 3., matchade med de rapporterade NMR-data för cistanosid A respektive 20-acetylakteosid (Kobayashi et al., 1984, 1987) . 2D NMR-experiment (COSY-, ROESY- och CH-korrelation på lång räckvidd) utfördes också i denna studie och de bekräftade ytterligare identifieringen (data visas inte).

Acteosid från Cistanche deserticola

4. Sammanfattningar

I denna artikel användes HSCCC framgångsrikt för isolering och rening av echinakosid, cistanosid A, acteosid, isoacteosid och 20-acetylacteosid från n-butanolextraktet av C. deserticola. Det är därför ett beprövat sätt för semi-preparativ separation av bioaktiva. Under tiden har strukturerna för de fem PhGs i C. deserticola undersökts med hjälp av LC–ESI-MSN; några karakteristiska egenskaper hos PhGs hittades, vilket gjorde det möjligt för oss att bestämma de funktionella grupperna i strukturerna. LC–ESI-MSN-metoden är därför ett kraftfullt verktyg för snabb identifiering av fenyletanoider och deras glykosider i C. deserticola-extrakt, särskilt när det underbyggs av NMR-data.

Bekräftelse

Författarna vill tacka Jun Gu från Nuclear Magnetic Resonance Centre, University of Guelph, Ontario, Kanada för hennes hjälp med NMR-experiment. Detta projekt stöddes delvis av finansiering från Jilinprovinsen, Kina (nr 20060904).

Referenser

Chen, LJ, Games, DE, & Jones, J. (2003). Isolering och identifiering av fyra flavonoidbeståndsdelar från fröna av Oroxylum Indicum genom höghastighetsmotströmskromatografi. Journal of Chromatography A, 988, 95–105.

Cheng, XY, Wei, T., Guo, B., Ni, W., & Liu, CZ (2005). Cistanche deserticola cellsuspensionskulturer: Fenyletanoidglykosider biosyntes och antioxidantaktivitet. Process Biochemistry, 40, 3119–3124.

Foucault, AP, & Chevolot, L. (1998). Motströmskromatografi: instrumentering, val av lösningsmedel och några nyare tillämpningar för rening av naturliga produkter. Journal of Chromatography A, 808, 3–22.

Gross, G.-A., Lahloub, MF, Anklin, C., Schulten, H.-R., & Sticher, O. (1988). Teucrioside, en fenylpropanoidglykosid från Teucrium Chamaedrys. Phytochemistry, 27, 1459–1463.

He, ZD, Lau, KM, Xu, HX, Li, PC, & But, PPH (2000). Antioxidantaktivitet av fenyletanoidglykosider från Brandisia chanser. Journal of Ethnopharmacology, 71, 483–486.

Kobayashi, H., Karasawa, H. & Miyase, T. (1984). Studier av beståndsdelarna i Cistanchis Herba. III. Isolering och strukturer av nya fenylpropanoidglykosider, Cistanoside A och B. Chemical & Pharmaceutical Bulletin, 32, 3009–3014.

Kobayashi, H., Oguchi, H., Takizawa, N., Miyase, T., Ueno, A., Usmanghani, K., et al. (1987). Nya fenyletanoidglykosider från Cistanche tubulosa (Schrenk) Hook. FI. Chemical & Pharmaceutical Bulletin, 35, 3309–3314.

Lei, L., Yang, FQ, Zhang, TY, Tu, PF, Wu, LJ, & Ito, Y. (2001). Preparativ isolering och rening av akteosid och 2'-acetylakteosid från Cistanches salsa (CA Mey) G. Beck genom motströmskromatografi. Journal of Chromatography A, 912, 181–185.

Li, L., Tsao, R., Liu, ZQ, Liu, SY, Yang, R., Young, JC, et al. (2005). Isolering och rening av akteosid och isoakteosid från Plantago psyllium L. genom höghastighetsmotströmskromatografi. Journal of Chromatography A, 1063, 161–169.

Li, LL, Wang, XW, & Wang, XF (1997). Antilipidperoxidation och antiradikal verkan av glykosider i herba Cistanches. China Journal of Chinese Materia Medica, 22, 364–367.

Li, J., Wang, PF, Zheng, RL, Liu, ZM, & Jia, ZJ (1993). Skydd av fenylpropanoidglykosider från Pedicularis mot oxidativ hemolys in vitro. Planta Medica, 59, 315–317.

Lu, MC (1998). Studier av den lugnande effekten av Cistanche deserticola. Journal of Ethnopharmacology, 59, 161–165.

Nishimura, H., Sasaki, H., Inagaki, N., Chin, M., & Mitsuhashi, H. (1991). Nio fenetylalkoholglykosider från Stachys szeboldzz. Phytochemistry, 30, 965–969.

Oka, F., Oka, H., & Ito, Y. (1991). En systematisk sökning efter lämpliga tvåfaslösningsmedelssystem för höghastighetsmotströmskromatografi. Journal of Chromatography, 538, 99–108.

Ravn, H., Nishibe, S., Sasahara, M., & Li, X. (1990). Fenolföreningar från Plantago Asiatica. Phytochemistry, 29, 3627-3631.

Schapoval, EES, Winter de Vargas, MR, Chaves, CG, Bridi, R., Zuanazzi, JA, & Henriques, AT (1998). Antiinflammatoriska och antinociceptiva aktiviteter av extrakt och isolerade föreningar från Stachytarpheta cayennensis. Journal of Ethnopharmacology, 60, 53–59.

Shoyama, Y., Matsumoto, M., & Nishioka, I. (1987). Fenolglykosider från sjuka rötter av Rehmannia glutinosa Var. Purpurea. Phyto Chemistry, 26, 983–986.

Wang, XW, Jiang, XY, Wu, LY och Wang, XF (2001). Rengörande effekt av glykosider av Cistanche deserticola på fria radikaler och dess skydd mot OH-inducerad DNA-skada in vitro. Journal of Chinese Pharmacology, 36, 29–31.